
Microarray Panel | Brain tumor tissue microarray with adjacent normal brain tissue, containing 10 cases of brain astrocytoma and 2 adjacent normal brain tissue, duplicate cores per case | |
Cores | 24 | ![]() |
Cases | 10 | |
Row number | 4 | |
Column number | 6 | |
Core Diameter (mm) | 1.5 | |
Thickness (µm) | 5 | |
QA/QC | Anti-Actin confirmed | |
Tissue Array Type | FFPE | |
Species | Human | |
Applications | Routine histology procedures including Immunohistochemistry (IHC) and In Situ Hybridization (ISH), protocols which can be found at our support page. | |
Notes | 1. TMA slides were sectioned and stored at 4°C and may not be fresh cut, but still suitable for IHC. Please request fresh cut if experiment involves phospho-specific antibodies, RNA studies, FISH or ISH, etc. A minimum of 3 slides per TMA must be purchased to cover the cost of trimming for fresh sectioning.2. Most TMA slides were not coated with an extra layer of paraffin (tissue cores can be easily seen on the glass). To prevent tissue detachment during antigen retrieval, unbaked slides must be baked for at least 30 to 120 minutes at 60°C. before putting into xylene for de-paraffinization. Baked slides were sent out baked for 2 hours.In the following specsheet,“*” means invalid core; “-” means no applicable or negative in IHC markers. |
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小弟是神经科学研究生新生一枚,导师叫我分分钟把钠钾钙离子通道的全细胞记录方法给他,现在查了一些文献有了一些内外液配方,但是不知道电压钳刺激的protocol怎么编。悬赏35蚁豆(基本全部家当)求protocol,只有钙通道的也OK哟~
本人是一名专业研究生,正在参加北京市规培。尽管作为一名专硕,导师交给的却是基础课题,实验需要用到膜片钳,本人对此一无所知,科里实验室目前也没有膜片钳,还要联系外面实验室学习。听一个师兄说,他当初光学技术就有近半年时间,对此真是苦恼,实在觉不出规培能挤出那么多时间。
请问做过的老师,膜片钳学习曲线一般要多久?你们认为我一个专硕在完成规培的前提下能兼顾到膜片钳实验么?
2)内面向外式膜片( inside outpatch)细胞内外和电极内的溶液均可调控,既能较容易地改变细胞内的离子或物质浓度,又能把酶等直接加于膜的内侧面,适宜研究胞内物质对通道活动的影响。但实验中难以改变膜外侧物质,且需浸于低钙液中。常用于研究依赖细胞内钙的离子通道,如钙敏感的钾通道,还可用于细胞内激素和第二信使与通道的调节作用。
3) 外面向外式膜片(outside outpatch)能接触膜的两侧,可以任意改变膜外物质的浓度,有利于研究离子、递质对膜外表面的作用,多用于研究细胞膜外侧受体控制的离子通道。这些受体直接作用于离子通道,而不需经过第二信使系统。因细胞外液容易更换,故加药方便。缺陷是实验中难以改变胞内成分,而且电极管内必须充以低钙液。
4) 全细胞式膜片(whole cell patch)方式使细胞内与浴槽之间的漏流极少。电极本身阻抗(1~10MΩ)与细胞封接后的阻抗相比较低,这种低接触阻抗使单管电压钳容易实现。电极管内与细胞之间弥散交换与平衡快,因而容易控制细胞内液的成分。细胞钳记录的是许多通道的平均电流,有利于综合分析。如果有目的地将膜电位钳制在某一程度,可做到选择性抑制某些通道的活性而只记录某种通道电流的总和,并可在同一细胞上观察几种不同通道的情况。通过改变内部介质,如改变电极液成分,或在电极液中加入所需药物,通过渗透很快改变胞浆成分并达到平衡,该手段在全细胞记录中广泛应用。它适合于小细胞的电压钳位,对于直径大于30μm的细胞很难实现钳位。不足之处是由于电极与细胞间交换快,细胞内环境很容易破坏,因此记录所用的电极液应与胞浆主要成分相同,如高K+,低Na+和Ca2+及一定的缓冲成分和能量代谢所需的物质。
5) 穿孔膜片(perforated patch)是为克服常规全细胞模式的胞质渗漏问题,有学者将与离子亲和的制霉菌素或二性霉素B经微电极灌流到含有类甾醇的细胞膜上,形成只允许一价离子通过的孔,用此法在膜片上做很多导电性孔道,借此对全细胞膜电流进行记录。由于此模式的胞质渗漏极为缓慢,局部串联阻抗较常规全细胞模式高,所以钳制速度很慢,也称为缓慢全细胞模式。
感觉这样的提问没有什么意义
建议,可以自己查阅下资料
电压钳技术是保持细胞膜两侧电压恒定的技术,使细胞膜两次电压稳定在某一个数值,这样就能够测定在这个电位的水平下细胞膜上离子通道的活动情况。
膜片钳技术是固定一片非常小的细胞膜,测定这片膜上的离子通道开放情况,解决了可以单个离子通道活动的测量问题。
现在的膜片钳技术同时包括了以前的电压签技术。
膜片钳技术及其发展概况(烟台绿叶).part1.rar(9216.0k)
膜片钳技术及其发展概况(烟台绿叶).part2.rar(5975.16k)
我在做的是海马神经元的wholecellpatch,入液前给正压并hold,入液后阻值4-5M欧,碰到细胞后阻值有零点几欧的变化。撤掉正压,用嘴吸给负压(无法hold住)进行封接,但是封接时候一直没有阻值变化,更别提升到G欧级别了。我们后来也试过用注射器给负压并hold住,但是封接阻值仍旧没有非常大的变化,甚至到不了50M欧。这是为什么???求问
传统膜片钳技术每次只能记录一个细胞(或一对细胞),对实验人员来说是一项耗时耗力的工作,它不适合在药物开发初期和中期进行大量化合物的筛选,也不适合需要记录大量细胞的基础实验研究。全自动膜片钳技术的出现在很大程度上解决了这些问题,它不仅通量高[3],一次能记录几个甚至几十个细胞,而且从找细胞、形成封接、破膜等整个实验操作实现了自动化,免除了这些操作的复杂与困难。这两个优点使得膜片钳技术的工作效率大大提高了!签于全自动膜片钳技术的这些优点,目前已经广泛的用于药物筛选。

