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Cygnus technologies/CHO DNA Amplification Kit in Wells (D555W)/1 kit/D555W
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Kit Components
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Description
The kit is for use in determining the presence of host cell DNA impurities (to 1 part per billion) in products manufactured by recombinant expression in CHO cell lines. It contains reagents for DNA extraction as well as calibrated DNA standards and primers for DNA amplification in a microplate format, but it does not contain PCR master mix. This kit allows you to test samples with very high concentrations of drug substance without the need for excessive sample dilutions, which effectively lowers the LLOQ of the assay when compared to similar methods.
Product Information
Kit Components
DNA Sample Diluent
Deep Well Extraction Plates
DNA Extraction Buffer for Wells
DNA Precipitation Buffer
PCR Assay Plate with Optical Seal
CHO DNA Concentrate
Proteinase K
DNA Wash Buffer
CHO Forward and Reverse Primer Mix
Product Insert
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CHO DNA Amplification Kit in TubesCatalog #: D555T
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CHO DNA ConcentrateCatalog #: D552-1
CHO DNA Standards Set, A-H, 1 mlCatalog #: D553
DNA Precipitation BufferCatalog #: D106
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运输到中国口岸，最后由蚂蚁淘国内团队报关运输给客户...
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2021-07-18
第四届分子诊断大会暨展览会 查看更多
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2018-10-16
分子诊断是精准医疗的技术基础，也是IVD增速最快的子行业，且国内外技术差异最小。分子诊断细分技术多，目前PCR最为成熟且应用最广，基因测序相对最新。而随着贝瑞和康和华大基因的先后上市，投资市场对基因领域怀有极大希望和热情。我国分子诊断技术发展现状分子诊断主要是应用分子生物学方法检测生物体内遗传物质的结构或表达水平的变化而做出诊断的技术。由于分子诊断可以从基因层次进行检测，因此检测灵敏度和准确性的优势较为明显，可在感染初期识别病毒或者提早... 查看更多
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2021-09-01
Eppendorf 产品广泛应用于学术科研和商业研究机构，如制药、生物技术以及化学分析和食品行业，以及临床和环境分析实验室、法医检测和进行需要过程分析、生产及质控的工业生产实验室。 查看更多
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2021-09-15
上海源兹生物科技有限公司在发布的数字PCR技术供应信息，浏览与数字PCR技术相关的产品或在搜索更多与数字PCR技术相关的内容。 查看更多
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上海卓立生物科技有限公司在发布的数字PCR技术服务供应信息，浏览与数字PCR技术服务相关的产品或在搜索更多与数字PCR技术服务相关的内容。 查看更多
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2018-07-24
中金招标有限责任公司受招标人委托对下列产品及服务进行国际公开竞争性招标，于2018-07-20在中国国际招标网公告。本次招标采用传统招标方式，现邀请合格投标人参加投标。1、招标条件项目概况:中国疾控中心寄生虫病预防控制所引进数字PCR仪1套资金到位或资金来源落实情况:已落实项目已具备招标条件的说明:已具备招标条件2、招标内容招标项目编号:0773-1840SHHW0144/03招标项目名称:中国疾控中心寄生虫病预防控制所数字PCR仪项目 查看更多
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2018-11-15
上海迪奥生物科技有限公司是肺癌个体化治疗及分子诊断技术服务商之一，从事肺癌个体化治疗及分子诊断已经多年。同时，生物在线为您提供众多企业肺癌个体化治疗及分子诊断技术服务，您可以搜索更多相关的肺癌个体化治疗及分子诊断实验技术服务，以便挑选到性价比高，合适的肺癌个体化治疗及分子诊断产品。而生物在线将会为您在肺癌个体化治疗及分子诊断方面提供全方位的解决方案。 查看更多
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2019-01-23
【行业应用】PCR 技术，即聚合酶链反应(polymerase chain reaction，P 查看更多
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2018-12-26
在论坛上看到不停地有人在问RT-PCR的问题，实际上在以前的帖子中各位香主和eeflying（我为什么总是提他们？因为还是很佩服的哦，生怕自己说错了，被他们指出来哦）都谈到了很多，鄙人也充大头答了一些问题，但是还是有各种问题，由于的基因表达还有点实战经验（但也技止此而），所以想些点东西 查看更多
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关于数字PCR,这些干货请收好[心得点评]123
周艳ing2021-07-28
请问论坛有做数字PCR的吗？为什么用外周血检测突变时，有扩增的微滴才几百个啊？大家一般有效微滴是多少个呢？
《数字化卒中单元管理系统》(数据库)网络版的研究与开发下载_在线...123
yzhzcl2021-08-06
相关疾病：脑血管疾病【下载】《数字化卒中单元管理系统》单机试用版
大约50M
《数字化卒中单元管理系统》单机试用版
下载地址：
http://mail.163.com
用户名：ttyy_dsu
密码：123456
单机试用版版为免费
单机试用版光盘版收取一定材料费
正式单机版1万元
正是网络版5万元
联系电话：67050318或67050281
《数字化卒中单元管理系统》单机试用版本
1.按照提示进行安装，最好不要改变软件默认的安装目录。安装过程中提示需要密码，你可以填写任何密码。
2.在“C:ProgramFilestyy数字化卒中单元管理系统数字化卒中单元管理系统”内找到“DSU.exe”，创建快捷方式。
3.第一次登陆系统，用户名为：admin密码：123，然后以管理员身份添加不同工作人员，以便于行使不同的职责。
4.检查报告仍然以“北京天坛医院神经内科”为表头,这也是保护版权的一种办法，请大家谅解。
5.试用版本可以添加96名患者，如果超过，试用期结束。如还需要本软件，请于天坛医院神经内科联系，mailto：yzh@bjtth.com。
6.试用版本数据储存于安装目录下的dsu.mdb文件内，如果以后想安装网络版本，试用期内的患者资料不能进入网络版的数据库。
7.《天坛国际脑血管病会议》以后，很多朋友对本软件产生兴趣，在不到一周的时间内，作者完成了单机试用版，该版本没有经过长时间调试，可能会存在一定的漏洞，如果发现请按照以上的邮箱地址发信给我。
现在申请上传:《数字化卒中单元管理系统》单机试用版
1。第一次使用的时候，首先以用户名：admin密码：123登陆
2。然后看到主界面－帮助－增加用户
3。添加新用户：语言师、康复师、心理师、主管医生、责任护士等
4。然后以责任护士的身份从新进入程序：看到主界面－操作－卒中登记，添加新患者，这样就可以在患者列表中看到患者名字
5。不同的用户只能进行自己责任的操作，而对于其他职能的工作你只能看到，不能修改。
软件为原创、独家，申请加5分，请各位朋友们支持！
卒中单元数字化管理系统.ppt(122.0k)
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数字pcr分析出现no call是什么原因123
夏羽12452021-07-22
可能是不是机器没信号造成的啊，我看你这个情况很像，建议楼主查找下说明书，按照说明书来具体操作呢
数字虚拟PCR (In Silico PCR) PCR技术讨论版论坛123
yunxiang2021-08-03
http://www.genome.ucsc.edu/cgi-bin/hgPcr
使用了一下，发现很有用
对于查找文献中引物的位置
只要输入正义引物和反义引物，选择物种
就能预测pcr结果
可惜不能预测rt-pcr（因为数据库里没有mrna的数据）
大家以为如何，怎么这版没人提起过呢
谁知道哪里能预测rt-pcr结果呢
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荧光定量PCR和数字PCR的区别123
刂二jjf2742021-08-07
无法作答
基于qPCR或数字PCR技术用于检测囊泡中ARV7及AR的引物及探针的...123
yijuanyun2021-07-25
优点
1、多种染料及淬灭基团自由选择。
2、专利的ZENTM或TAOTM双重淬灭
基团探针设计:
·更低的背景荧光
·增强endpoint信号强度
·较少交叉污染
多种荧光及淬灭剂用于多种实验需求
PrimeTimeqPCR探针灵敏度高，可靠性大，可用于多重或数字PCR。
淬灭基团染料有多种选择（如下图），与常见的qPCR平台兼容。
为您提供严格质控的高质量探针
所有的PrimeTime探针均通过质谱和HPLC纯化验证，不同批次间产物高度一致，为您减少后顾之忧。
双淬灭基团探针提高检测灵敏度
使用ZEN或者TAODouble-Quenched探针减少背景干扰，提高检测灵敏度。独有的内部淬火剂总是位于5’端荧光基团后9个碱基与3’端IowaBlack®淬灭剂一起作用最大化探针性能（如下图）。
与传统方法相比，可以将背景噪音降低4倍(如下图A)和信号值提高大约30%(如下图B)，ZENDouble-Quenched探针给出更优的表现。
对于长探针同样高效适用
对于40碱基的长探针也可以有效淬灭，这意味着在探针设计上有更多选择，比如富含AT的区域。
希望对有需要的朋友有帮助，IDT探针合成，2073904839qq.com,www.nanodigmbio.com,
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起始进样量20ngdna的情况下,数字pcr检测ctdna单个位点的检测灵敏...123
ayの0623e萨2017-10-03
数字PCR可以绝对定量，理论上可以检测单个拷贝的突变，但是实际上如果突变分子比例太低，你可能取不到。20ng人基因组大致拷贝数是5.8E6，目前看文献报道，可以检出万分之一的突变比例，至于十万分之一，估计有点难度
数字PCR的前世今生:特点、优势和局限性 分析行业新闻123
Yachenduan2021-07-29
请教有没有人知道哪里可以做数字PCR(dd-PCR)的公司，急求！
跪谢！
...与大家分享 酶切连接 核酸基因技术讨论版123
yyangyingy2021-07-24
参考体系
酶切体系（参考）：
质粒17ul
buffer2ul
酶1ul
－－－－－－－－－－37度，过夜。
酶切位点
在质粒上，所选的两个酶的酶切位点不可以靠的太近，如6bp
建议载体质粒不要用双酶切,用两次单酶切之后切胶回收.另外建议加多以下两个个步骤:
1.PCR产物的酶切片断做TA克隆,之后再酶切回收,与载体相连.
2.目的片段与载体连接之后建议先转化DH5α这些容易转化的菌株.然后筛选到的阳性克隆测序之后,提质粒,用质粒转化BL21,转化率很高.质粒不一定要新鲜提取,我的质粒放在-20度冻了大半年,作为载体完全没问题,只要确定不降解.
酶切的量、小提的质粒浓度和纯度
浓度:
根据我的实验，OD值0.5左右吧，不一定很准确。260：280通常是1.8左右。3ml菌过夜，进行小提,并没有对OD限定.小提的效果好不好主要决定于你的溶液I，II,III的质量以及你的操作手法，
特别是加溶液II时最为关键。现在有很多试剂盒既便宜效果又好，条件允许的话可以考虑购买。
琼脂糖电泳目测,不一定测OD,连接比例更重要.
质粒表达载体不用测序的，通常都是跑电泳看一下质量，然后再根据图谱选择适当的酶，看能不能够切开，如果能够切开，基本上就可以采用了。
纯度:
酶切对质粒的纯度要求高，如果蛋白和RNA去的不干净会影响酶切；
我们用于酶切的质粒的ratio值一般在1.8左右。
酶量；
在量上最好不超过酶的酶切能力，一般酶都为10U/ul,就是说酶切体系里加
1ul的酶可以在合适的温度下，1小时内消化10ugDNA，但在实际操作当中
一般酶都是过量的，而且延长了酶的作用时间，比如作用6小时。
因为酶切产物用于连接，所以我们酶切时质粒的用量尽量多，用20ul的体系
时可以如下加样，我们也有用50ul的体系切过。
回收目的片段与阳标一起进行酶切:
PCR后，电泳回收目的片断（比如玻璃奶或者一次性回收柱回收），再进行酶切。除非产物非常特异，直接酶切PCR产物效果有时不是很好，还有一般PCR体系里过量得dNTPs会影响酶切效果。酶切后，可以用标准得乙醇沉淀法沉淀酶切产物，获得高纯度得酶切产物，也即是你的黏性目断片断供后边得试验。而DNA的纯度对酶切效果是有很大的影响的。而酶切时应加个阳标(如含相应酶切位点的质粒载体)来确定酶和酶切体系是不是work的。如果这两步没问题，你的酶切肯定能顺利的。如果有阳标一起来切，容易找出问题的所在。
酶切不下
酶切这一步，本来问题不大，你严格按说明书上的要求进行就行了，包括酶量，酶切体系以及DNA的量也要按要求加入。而DNA的纯度和浓度是有必要测定的，最好OD260/280要接近2.0。DNA的量过大或是纯度太低都会影响酶切效果。万一如果无法充分酶切，但有所需要的片段，就可以根据Markers的位置回收所需片段。
因为基因组大部分是甲基化的，酶切不下来的原因一可能是内切酶活性低，或者是基因组杂质含量较高，或者盐离子浓度太高(不同的酶有不同的盐浓度).还有就是基因组酶切酶的量要求比较多，大概1ugDNA/10u酶，如果不行还可以加大量，酶量不能超过酶切体系的1/10，浓度过高里面的甘油会影响酶的活性。接头5-端是去磷酸化的，这样就可以避免接头自连，pcr结果就会有东西出来。
连接酶反应温度
空掉开低一点,一般16度连接2-3小时;
放进4度冰箱中，连接过夜，16小时
多片段连接:
将三个片断放在一起连的,效果的确不好.还是应该一个一个地连接.
连接比例
我用T载体连接PCR产物，请问片段和载体的摩尔比怎么选择连接效率好？根据什么因素来调节？有没有经验值？
一般片段：载体＝3～8：1。根据片段的大小、连接时间、温度、感受态细胞等因素来调节。经验值就是3～8：1。4度连接过夜，用新鲜制备的感受态细胞，一般可以得到很好的克隆效率。
补充一句：如果PCR产物片段比较大(>1kb)的话一般用3：1的比例，如果比较小就几百bp的话用>3：1的比例连接效率能高一些。3-10：1一般没问题.
建议仔细参看Teasy的说明书
接头处理
接头的处理和连接这一步其实是挺头疼的。建议先制备和接头两粘端连接的线性质粒分子。因为这对于你接头是否完成了磷酸化和退火处理提供了一个评价体系。你接头处理完，并通过评价，你就可以放心用了。退火时的处理一般要使用专门的annealingbuffer，否则效果不好。而对于粘端连接来说，应该问题不大，唯一担心的是能进行连接的片段太少了，影响下面的PCR扩增，所以酶切这一步是很关键的。
最后一步是高保真PCR，首先建议用Taq酶进行扩增，然后再用Pfu酶扩增，因为后者效率比较低。其实你用Taq酶如果扩出来，测序经blast/n后，如果有突变，你也完全可以根据正确的序列重新设计引物将之调出来。
注意感受态
如果还是不行，建议检查一下感受态菌的质量。
我的感觉是感受态很重要，你可以转化连接产物的同时用纯质粒转化进行感受态活性的验证，后者取1ul转化，10ul涂板，好的感受态一般要长50个菌落以上。其次是连接体系，目的片断与载体的摩尔比为3-10：1，除此，连接酶也很重要，最好不要使用储存太久的酶，建议你下次做的时候用别人的酶试一下。
转化要用空质粒作对照，保证感受态没问题，细菌一般长12到16小时就形成可见的菌落，转化后的菌落一般比为转化的菌落小一些。
酶切体系（参考）：
质粒17ul
buffer2ul
酶1ul
－－－－－－－－－－37度，过夜。
酶切位点
在质粒上，所选的两个酶的酶切位点不可以靠的太近，如6bp
建议载体质粒不要用双酶切,用两次单酶切之后切胶回收.另外建议加多以下两个个步骤:
1.PCR产物的酶切片断做TA克隆,之后再酶切回收,与载体相连.
2.目的片段与载体连接之后建议先转化DH5α这些容易转化的菌株.然后筛选到的阳性克隆测序之后,提质粒,用质粒转化BL21,转化率很高.质粒不一定要新鲜提取,我的质粒放在-20度冻了大半年,作为载体完全没问题,只要确定不降解.
酶切的量、小提的质粒浓度和纯度
浓度:
根据我的实验，OD值0.5左右吧，不一定很准确。260：280通常是1.8左右。3ml菌过夜，进行小提,并没有对OD限定.小提的效果好不好主要决定于你的溶液I，II,III的质量以及你的操作手法，
特别是加溶液II时最为关键。现在有很多试剂盒既便宜效果又好，条件允许的话可以考虑购买。
琼脂糖电泳目测,不一定测OD,连接比例更重要.
质粒表达载体不用测序的，通常都是跑电泳看一下质量，然后再根据图谱选择适当的酶，看能不能够切开，如果能够切开，基本上就可以采用了。
纯度:
酶切对质粒的纯度要求高，如果蛋白和RNA去的不干净会影响酶切；
我们用于酶切的质粒的ratio值一般在1.8左右。
酶量；
在量上最好不超过酶的酶切能力，一般酶都为10U/ul,就是说酶切体系里加
1ul的酶可以在合适的温度下，1小时内消化10ugDNA，但在实际操作当中
一般酶都是过量的，而且延长了酶的作用时间，比如作用6小时。
因为酶切产物用于连接，所以我们酶切时质粒的用量尽量多，用20ul的体系
时可以如下加样，我们也有用50ul的体系切过。
回收目的片段与阳标一起进行酶切:
PCR后，电泳回收目的片断（比如玻璃奶或者一次性回收柱回收），再进行酶切。除非产物非常特异，直接酶切PCR产物效果有时不是很好，还有一般PCR体系里过量得dNTPs会影响酶切效果。酶切后，可以用标准得乙醇沉淀法沉淀酶切产物，获得高纯度得酶切产物，也即是你的黏性目断片断供后边得试验。而DNA的纯度对酶切效果是有很大的影响的。而酶切时应加个阳标(如含相应酶切位点的质粒载体)来确定酶和酶切体系是不是work的。如果这两步没问题，你的酶切肯定能顺利的。如果有阳标一起来切，容易找出问题的所在。
酶切不下
酶切这一步，本来问题不大，你严格按说明书上的要求进行就行了，包括酶量，酶切体系以及DNA的量也要按要求加入。而DNA的纯度和浓度是有必要测定的，最好OD260/280要接近2.0。DNA的量过大或是纯度太低都会影响酶切效果。万一如果无法充分酶切，但有所需要的片段，就可以根据Markers的位置回收所需片段。
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连接酶反应温度
空掉开低一点,一般16度连接2-3小时;
放进4度冰箱中，连接过夜，16小时
多片段连接:
将三个片断放在一起连的,效果的确不好.还是应该一个一个地连接.
连接比例
我用T载体连接PCR产物，请问片段和载体的摩尔比怎么选择连接效率好？根据什么因素来调节？有没有经验值？
一般片段：载体＝3～8：1。根据片段的大小、连接时间、温度、感受态细胞等因素来调节。经验值就是3～8：1。4度连接过夜，用新鲜制备的感受态细胞，一般可以得到很好的克隆效率。
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接头处理
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转化要用空质粒作对照，保证感受态没问题，细菌一般长12到16小时就形成可见的菌落，转化后的菌落一般比为转化的菌落小一些。
【旧贴整理】花了2星期系统归纳关于PCR的各位老师旧帖,与大家分...123
yyangyingy2018-01-22
常规PCR一般注意点：
1）PCR模板是关键，引物可以优化。制备模板的时候，一定要注意核酸模板的纯度和量。纯度上要避免杂质和杂蛋白质的混入，同时还要注意添加模板的量，模板很理想的话，不用加太多，加的多了，混进去的杂质机会就多了。当模板的浓度过低,比如低于100个分子时,引物和模板之间就很难发生反应.引物容易自身进行反应形成二聚体.用boosterPCR,即开始几个cycles保持primer的低浓度,保证primer:template的molarratio在107~108.以确保开始扩增的准确性.然后boostePrimer的浓度到正常的水平
2)退火温度是从55度开始.根据情况配合以Mg离子浓度进行调整.有条件的可以做grADIentpcr.退火的时间在30-60S,时间短一些可以得到更好的效果.
3）首先是你的TAQ酶要在冰上操作，以免失活（Taq酶容易失活所以冬天最容易出结果），TAQ酶使用时最好分装。再就是你的引物以及DNTP和模板操作完后一定放进冰箱，注意不要污染，PCR完成后要及时从PCR仪取出（如果你的PCR仪没有保温功能），如果你放在外面时间较长可以放－20度冰箱（尤其片段比较小时）。TAQ酶一般比较稳定,按照一般的惯例,分子生物学的东西从转运到加样,全部要在冰上操作
要注意的是,DMSO,GLYCEROL等会抑制polymerase的活性,所以需要scouting出最适的浓度.可以加入一些nonionic试剂,如Tween,Nonid,Trition之类的反过来抑制SDS.还有proteinaseK也要除干净,不然会降解polymerase.
一些高保真没的效率要远远低于Taqpolymerase,所以可能需要的酶的量也要大一些.另外,一般的情况下,变性的温度可以使用90~92度,变性的时间也可以缩短,
4)Mg离子的作用主要是dNTP-Mg与核酸骨架相互作用并能影响Polymerase的活性，一般的情况下Mg的浓度在0.5-5mM之间调整，同样要记住的是在调整了dNTPs的浓度后要相应的调整Mg离子的浓度
PCR实验中出现的问题及对策：
一、非特异性条带
原因：1>引物特异性差2>模板、引物↑;3>酶过量;4>Mg离子浓度↑;5>Tm↓;6>循环次数太多;7>被基因组DNA污染
对策：1>重设引物;2>引物、模板↓;3>减少酶量;4>Mg浓度;5>Tm适当;6>减少循环次数7>重新处理样品
具体措施:
1、Primer浓度过高，建议以0.1uM间隔递减
2、酶量过多，建议0.5U间隔递减
3、循环次数过多，建议2个循环间隔递减
4、Anneal温度过低，以1度间隔递增。不迷信文献上所谓的退火温度。摸下梯度，范围应该是Tm-10和Tm+5。一般选Tm值低5度的温度开始摸条件，很难摸出时可以使用降落PCR，普通的9600PCR仪也可以做，只是程序麻烦些。对于20个核苷酸，G+C含量约50%的引物，55℃为选择最适退火温度的起点较为理想。
5、采用Hotstart法或Coolstart法，减少从室温上升到变性温度过程中引起的Primer非特异性Annealing。简易热启动的方法是加样时最好在冰上加，当然可以做个简易冰盒，直接在94度放入样本到机器，效果不错。
6、Template量过多，Template量以20%递减。PCR模板是关键，引物可以优化。制备模板的时候，一定要注意核酸模板的纯度和量。纯度上要避免杂质和杂蛋白质的混入，同时还要注意添加模板的量，模板很理想的话，不用加太多，加的多了，混进去的杂质机会就多了。
7、Extension时间过短，30s间隔递增。
二、带微弱
1.出现的现象：扩增带时有时无，出现时与国外文献中的照片相似，不出现是则看不到或者非常弱。
2.曾用的解决方法：换过PCR中所用的试剂。甚至想到引物之间可能有二聚体等影响结果（虽然文献中及自己的实验中有时能出现很好的结果，但实在是万般无奈），把各引物单独或者两两结合进行试验，时好是坏。
3.思考：第一点，是否是管子的问题？管子的质量不是很好（为了便宜），特别是外形不是很规矩，与扩增仪上的管孔结合不紧密，又不经常加油，而原装管子则与管孔结合较紧密。是否由于此而使管内温度与实际设定温度不符呢？第二点，那么是否是变性温度较高使酶过早的失活？虽然扩增的产物很弱，但分子量是相符的，说明扩增在进行，只是产物量较少，这可能与Taq酶的活性有关.
4.最后解决：将变性温度由文献的95℃改为94℃，问题解决。以后各次扩增均得到满意的结果。
三、设立对照
设立阴性对照检测是否被基因组DNA污染。如果阴性对照的PCR结果也显示同样条带，则需要用重新处理样品。
设立阳性对照可以检测是否模板CDNA及引物有问题。
空白对照：加的是“水”——出现“区带”
待检样品：加的是“模板”——无“带”
说明：1，水被污染
2，模板阴性
四、遇到意外继续实验
PCR体系遇到停电就放在4度1天，还可以扩出来，意外时不要扔还可以做一次啊
PCR操作注意点
1、写好试剂标签
1）对于需要存放的试剂、样品，都有明确的标签，套小的密实袋，离心管上有品名、浓度、日期，在密实袋上会重复写一次；
2）实验记录上还会记下新来试剂的存放日期；
3）用成品试剂盒时，除了会在实验记录上记下某日用量多少，还会在试剂盒盖内侧标明某日用量。
2、管子放置
做大批量PCR用八连管，八连管的盖子有一端有缺口，有缺口的那段向着自己，有时碰到盖好后没有拿稳掉下来，也能准确无误的分清楚前后次序。
3、准备工作
实验之前，试剂器皿仪器都准备妥当，且在脑海中将实验目的和步骤联系起来再进行一遍对比检查，确认无误后，就快速准确的动手实验。
1）酶和dNTP最好分装．
dNTP的质量与浓度: dNTP的质量与浓度和PCR扩增效率有密切关系，dNTP粉呈颗粒状，如保存不当易变性失去生物学活性。dNTP溶液呈酸性，使用时应配成高浓度后，以1MNaOH或1MTris。HCL的缓冲液将其PH调节到7.0～7.5，小量分装，-20℃冰冻保存。多次冻融会使dNTP降解。在PCR反应中，dNTP应为50～200umol/L，尤其是注意4种dNTP的浓度要相等(等摩尔配制)，如其中任何一种浓度不同于其它几种时(偏高或偏低)，就会引起错配。浓度过低又会降低PCR产物的产量。dNTP能与Mg2+结合，使游离的Mg2+浓度降低。
2）PCR前，将枪等物品放在超净台中，用紫外照射半小时，可以破坏DNA，防止气溶胶污染等。但是，PCR不一定非要在超净台进行，如做质粒PCR就不那么严格．
3）PCR时，试剂化冻后，都稍稍振荡（手弹或者颠倒混匀），离心后再取（通常几秒钟，当转速到2000转左右关离心机）。（1）较均匀；（2）盖上沾的试剂被离下，不浪费试剂和减少污染。质粒DNA在取用之前，混匀的时间要稍长些。
4）PCR反应体系需要在冰上进行配制，以免酶失活或者核酸降解，反应用的器皿和微量离心管都需要进行严格的灭菌。
5)，两个引物可以加在一起分装或单独分装都可以.
4、预热PCR仪
上样前,预热PCR仪,对于PFU酶比较关键，先设置好PCR的程序然后再去配体系，别配好体系才想起PCR仪还没开。
5、加样：
1》、加样顺序
1）按照buffer-dNTP-引物-模板-Taq酶－水这个顺序加,不易起泡.
2）或加样顺序倒没有特别要求，只是Taq酶要注意最后加，加完就放到冰箱里或通常在冰箱里面加酶。然后按体积从大到小地一一加入.
3）或珍贵的、易引起污染的物质先加。
比如1、如果样品DNA很稀少，很宝贵，避免DNA间的污染就要首先考虑：第一步先加水，第二步就紧接着加DNA，这样加相同DNA就可以不换TIPS，又不会在DNA中污染引物等其他东西。
比如2、如果用随机引物，缓冲体系和酶就要重点保护？？？，先加它们再加引物和模板。
比如3、如果用的酶有外切活性，如PyroBest，pfu，就必需把酶放到最后加，否则他们有可能把引物都折磨得面目全非。
2》、混合加样
若做多管的PCR，可先加一起，再用枪分取
比如要做n管，就把除模板之外的其他部分按照n+1份配好，然后再分装，如：
10xbuffer5ul
dNTP4ul
引物11ul
引物21ul
taq酶1ul
ddw34ul
模板2ul
共有9个模板，就把除模板外的其他成分乘10，即buffer50ul，dNTP40ul，引物110ul，引物210ul，taq酶10ul，ddw340ul，加到一个离心管中，加盖，用力振荡使混匀（这步是必要的，否则分到各管中的体系不均匀），稍稍离心一下，然后分装至9个PCR管中，每管48ul，再依次加入模板2ul，混匀，稍稍离心，上机
3》、保证把微量的反应物加进去
1）枪头的下端紧贴液面(不要伸进去太多)，若看见有一个小水滴掉进去，证明已经加进去。不过我不赞成紧贴液面加，可能加进空气。所有的试剂都加完后，要用枪混匀，然后用手动离心机离一下，使之没有气泡，不要用手剧烈震荡tube
2）枪头不能挨到液面(加在管壁上瞬时离心)，否则使某些物质的量减少，所以我们加样的时候都采取螺旋式加样的方法，也就是加样时沿着管壁螺旋式上升，等全部加完后离心混匀，如果有气泡，用手指轻轻弹几下，气泡就没了（有时ep管内有气泡，反正p时要加温，发现最后结果相差不大），而且确保液体都在管底。
3）在用单个0.2mlPCR薄壁管做反应时，加在管壁，而不是管底，在管壁形成一个小液滴，每个小液滴都孤立存在，用手弹管壁最后离心。在加大量的药品时,如果1ml枪头一下吸满了液体,在枪头提出容器时,枪头尖端可能会存留一滴液体,很容易造成污染和浪费.我的技巧是在枪头提出容器时,将枪头放平,这样枪头尖端会有一个气泡,从而阻止了液体滴的形成!
4》、避免漏加或重复加
1）事先列出清单，准备两个冰盒.将所有的试剂放在一个冰盒上。加完的转移到另一个冰盒,加样以固定的顺序加,这样不容易弄错。
2）少量加样时，可以把试剂分别先加到EP管壁，这样不仅可以确定是否加上了试剂，还可以通过目测比较各种试剂加样是否准确；
3）加样时，将所有的试剂放在冰盒上。没加的在一侧，加完的转移到另一侧。
4）将PCR试剂放在最右边的竖排，再将EP管从左边开始横排放，在每加一种试剂后一定要将EP管挪动一排，这样就可以清楚的区分哪些管加了
5）还有如没有太大影响的话，将加完的合上盖子，没加的盖子打开。
6）泡沫（软的那种）制作了个板子，把ep管放上去，在加样时用枪尖压下
5》、准确浓度：
1）试剂完全化后再加样，浓度准确。像镁离子，融化后最后用枪头再吹打完全混匀。
2）各种酶，用之前瞬时离心一下，如果买的大包装的，最好分装一下，以避免反复冻融。
3）试剂用之前瞬时离心一下.
6》、注意枪头和枪是否结合紧密，否则误差将会很大；
7》、枪头：枪头要买好的，不然你有好枪也没用。
1）PCR模板是关键，引物可以优化。制备模板的时候，一定要注意核酸模板的纯度和量。纯度上要避免杂质和杂蛋白质的混入，同时还要注意添加模板的量，模板很理想的话，不用加太多，加的多了，混进去的杂质机会就多了。当模板的浓度过低,比如低于100个分子时,引物和模板之间就很难发生反应.引物容易自身进行反应形成二聚体.用boosterPCR,即开始几个cycles保持primer的低浓度,保证primer:template的molarratio在107~108.以确保开始扩增的准确性.然后boostePrimer的浓度到正常的水平
2)退火温度是从55度开始.根据情况配合以Mg离子浓度进行调整.有条件的可以做grADIentpcr.退火的时间在30-60S,时间短一些可以得到更好的效果.
3）首先是你的TAQ酶要在冰上操作，以免失活（Taq酶容易失活所以冬天最容易出结果），TAQ酶使用时最好分装。再就是你的引物以及DNTP和模板操作完后一定放进冰箱，注意不要污染，PCR完成后要及时从PCR仪取出（如果你的PCR仪没有保温功能），如果你放在外面时间较长可以放－20度冰箱（尤其片段比较小时）。TAQ酶一般比较稳定,按照一般的惯例,分子生物学的东西从转运到加样,全部要在冰上操作
要注意的是,DMSO,GLYCEROL等会抑制polymerase的活性,所以需要scouting出最适的浓度.可以加入一些nonionic试剂,如Tween,Nonid,Trition之类的反过来抑制SDS.还有proteinaseK也要除干净,不然会降解polymerase.
一些高保真没的效率要远远低于Taqpolymerase,所以可能需要的酶的量也要大一些.另外,一般的情况下,变性的温度可以使用90~92度,变性的时间也可以缩短,
4)Mg离子的作用主要是dNTP-Mg与核酸骨架相互作用并能影响Polymerase的活性，一般的情况下Mg的浓度在0.5-5mM之间调整，同样要记住的是在调整了dNTPs的浓度后要相应的调整Mg离子的浓度
PCR实验中出现的问题及对策：
一、非特异性条带
原因：1>引物特异性差2>模板、引物↑;3>酶过量;4>Mg离子浓度↑;5>Tm↓;6>循环次数太多;7>被基因组DNA污染
对策：1>重设引物;2>引物、模板↓;3>减少酶量;4>Mg浓度;5>Tm适当;6>减少循环次数7>重新处理样品
具体措施:
1、Primer浓度过高，建议以0.1uM间隔递减
2、酶量过多，建议0.5U间隔递减
3、循环次数过多，建议2个循环间隔递减
4、Anneal温度过低，以1度间隔递增。不迷信文献上所谓的退火温度。摸下梯度，范围应该是Tm-10和Tm+5。一般选Tm值低5度的温度开始摸条件，很难摸出时可以使用降落PCR，普通的9600PCR仪也可以做，只是程序麻烦些。对于20个核苷酸，G+C含量约50%的引物，55℃为选择最适退火温度的起点较为理想。
5、采用Hotstart法或Coolstart法，减少从室温上升到变性温度过程中引起的Primer非特异性Annealing。简易热启动的方法是加样时最好在冰上加，当然可以做个简易冰盒，直接在94度放入样本到机器，效果不错。
6、Template量过多，Template量以20%递减。PCR模板是关键，引物可以优化。制备模板的时候，一定要注意核酸模板的纯度和量。纯度上要避免杂质和杂蛋白质的混入，同时还要注意添加模板的量，模板很理想的话，不用加太多，加的多了，混进去的杂质机会就多了。
7、Extension时间过短，30s间隔递增。
二、带微弱
1.出现的现象：扩增带时有时无，出现时与国外文献中的照片相似，不出现是则看不到或者非常弱。
2.曾用的解决方法：换过PCR中所用的试剂。甚至想到引物之间可能有二聚体等影响结果（虽然文献中及自己的实验中有时能出现很好的结果，但实在是万般无奈），把各引物单独或者两两结合进行试验，时好是坏。
3.思考：第一点，是否是管子的问题？管子的质量不是很好（为了便宜），特别是外形不是很规矩，与扩增仪上的管孔结合不紧密，又不经常加油，而原装管子则与管孔结合较紧密。是否由于此而使管内温度与实际设定温度不符呢？第二点，那么是否是变性温度较高使酶过早的失活？虽然扩增的产物很弱，但分子量是相符的，说明扩增在进行，只是产物量较少，这可能与Taq酶的活性有关.
4.最后解决：将变性温度由文献的95℃改为94℃，问题解决。以后各次扩增均得到满意的结果。
三、设立对照
设立阴性对照检测是否被基因组DNA污染。如果阴性对照的PCR结果也显示同样条带，则需要用重新处理样品。
设立阳性对照可以检测是否模板CDNA及引物有问题。
空白对照：加的是“水”——出现“区带”
待检样品：加的是“模板”——无“带”
说明：1，水被污染
2，模板阴性
四、遇到意外继续实验
PCR体系遇到停电就放在4度1天，还可以扩出来，意外时不要扔还可以做一次啊
PCR操作注意点
1、写好试剂标签
1）对于需要存放的试剂、样品，都有明确的标签，套小的密实袋，离心管上有品名、浓度、日期，在密实袋上会重复写一次；
2）实验记录上还会记下新来试剂的存放日期；
3）用成品试剂盒时，除了会在实验记录上记下某日用量多少，还会在试剂盒盖内侧标明某日用量。
2、管子放置
做大批量PCR用八连管，八连管的盖子有一端有缺口，有缺口的那段向着自己，有时碰到盖好后没有拿稳掉下来，也能准确无误的分清楚前后次序。
3、准备工作
实验之前，试剂器皿仪器都准备妥当，且在脑海中将实验目的和步骤联系起来再进行一遍对比检查，确认无误后，就快速准确的动手实验。
1）酶和dNTP最好分装．
dNTP的质量与浓度: dNTP的质量与浓度和PCR扩增效率有密切关系，dNTP粉呈颗粒状，如保存不当易变性失去生物学活性。dNTP溶液呈酸性，使用时应配成高浓度后，以1MNaOH或1MTris。HCL的缓冲液将其PH调节到7.0～7.5，小量分装，-20℃冰冻保存。多次冻融会使dNTP降解。在PCR反应中，dNTP应为50～200umol/L，尤其是注意4种dNTP的浓度要相等(等摩尔配制)，如其中任何一种浓度不同于其它几种时(偏高或偏低)，就会引起错配。浓度过低又会降低PCR产物的产量。dNTP能与Mg2+结合，使游离的Mg2+浓度降低。
2）PCR前，将枪等物品放在超净台中，用紫外照射半小时，可以破坏DNA，防止气溶胶污染等。但是，PCR不一定非要在超净台进行，如做质粒PCR就不那么严格．
3）PCR时，试剂化冻后，都稍稍振荡（手弹或者颠倒混匀），离心后再取（通常几秒钟，当转速到2000转左右关离心机）。（1）较均匀；（2）盖上沾的试剂被离下，不浪费试剂和减少污染。质粒DNA在取用之前，混匀的时间要稍长些。
4）PCR反应体系需要在冰上进行配制，以免酶失活或者核酸降解，反应用的器皿和微量离心管都需要进行严格的灭菌。
5)，两个引物可以加在一起分装或单独分装都可以.
4、预热PCR仪
上样前,预热PCR仪,对于PFU酶比较关键，先设置好PCR的程序然后再去配体系，别配好体系才想起PCR仪还没开。
5、加样：
1》、加样顺序
1）按照buffer-dNTP-引物-模板-Taq酶－水这个顺序加,不易起泡.
2）或加样顺序倒没有特别要求，只是Taq酶要注意最后加，加完就放到冰箱里或通常在冰箱里面加酶。然后按体积从大到小地一一加入.
3）或珍贵的、易引起污染的物质先加。
比如1、如果样品DNA很稀少，很宝贵，避免DNA间的污染就要首先考虑：第一步先加水，第二步就紧接着加DNA，这样加相同DNA就可以不换TIPS，又不会在DNA中污染引物等其他东西。
比如2、如果用随机引物，缓冲体系和酶就要重点保护？？？，先加它们再加引物和模板。
比如3、如果用的酶有外切活性，如PyroBest，pfu，就必需把酶放到最后加，否则他们有可能把引物都折磨得面目全非。
2》、混合加样
若做多管的PCR，可先加一起，再用枪分取
比如要做n管，就把除模板之外的其他部分按照n+1份配好，然后再分装，如：
10xbuffer5ul
dNTP4ul
引物11ul
引物21ul
taq酶1ul
ddw34ul
模板2ul
共有9个模板，就把除模板外的其他成分乘10，即buffer50ul，dNTP40ul，引物110ul，引物210ul，taq酶10ul，ddw340ul，加到一个离心管中，加盖，用力振荡使混匀（这步是必要的，否则分到各管中的体系不均匀），稍稍离心一下，然后分装至9个PCR管中，每管48ul，再依次加入模板2ul，混匀，稍稍离心，上机
3》、保证把微量的反应物加进去
1）枪头的下端紧贴液面(不要伸进去太多)，若看见有一个小水滴掉进去，证明已经加进去。不过我不赞成紧贴液面加，可能加进空气。所有的试剂都加完后，要用枪混匀，然后用手动离心机离一下，使之没有气泡，不要用手剧烈震荡tube
2）枪头不能挨到液面(加在管壁上瞬时离心)，否则使某些物质的量减少，所以我们加样的时候都采取螺旋式加样的方法，也就是加样时沿着管壁螺旋式上升，等全部加完后离心混匀，如果有气泡，用手指轻轻弹几下，气泡就没了（有时ep管内有气泡，反正p时要加温，发现最后结果相差不大），而且确保液体都在管底。
3）在用单个0.2mlPCR薄壁管做反应时，加在管壁，而不是管底，在管壁形成一个小液滴，每个小液滴都孤立存在，用手弹管壁最后离心。在加大量的药品时,如果1ml枪头一下吸满了液体,在枪头提出容器时,枪头尖端可能会存留一滴液体,很容易造成污染和浪费.我的技巧是在枪头提出容器时,将枪头放平,这样枪头尖端会有一个气泡,从而阻止了液体滴的形成!
4》、避免漏加或重复加
1）事先列出清单，准备两个冰盒.将所有的试剂放在一个冰盒上。加完的转移到另一个冰盒,加样以固定的顺序加,这样不容易弄错。
2）少量加样时，可以把试剂分别先加到EP管壁，这样不仅可以确定是否加上了试剂，还可以通过目测比较各种试剂加样是否准确；
3）加样时，将所有的试剂放在冰盒上。没加的在一侧，加完的转移到另一侧。
4）将PCR试剂放在最右边的竖排，再将EP管从左边开始横排放，在每加一种试剂后一定要将EP管挪动一排，这样就可以清楚的区分哪些管加了
5）还有如没有太大影响的话，将加完的合上盖子，没加的盖子打开。
6）泡沫（软的那种）制作了个板子，把ep管放上去，在加样时用枪尖压下
5》、准确浓度：
1）试剂完全化后再加样，浓度准确。像镁离子，融化后最后用枪头再吹打完全混匀。
2）各种酶，用之前瞬时离心一下，如果买的大包装的，最好分装一下，以避免反复冻融。
3）试剂用之前瞬时离心一下.
6》、注意枪头和枪是否结合紧密，否则误差将会很大；
7》、枪头：枪头要买好的，不然你有好枪也没用。
数字pcr一次可以检测多少样本_问答详情_数字PCR系统_分子诊断_...123
刘鹏CItt32017-10-03
在定量PCR时，我们常常纠结一个问题，究竟是相对定量还是绝对定量呢？如今，你无需纠结了，因为数字PCR（digital PCR）来了。尽管这两种技术有些类似，都是估计起始样品中的核酸量，但它们有一个重要的区别。定量PCR是依靠标准曲线或参照基因来测定核酸量，而数字PCR则让你能够直接数出DNA分子的个数，是对起始样品的绝对定量。因此特别适用于依靠Ct值不能很好分辨的应用领域：拷贝数变异、突变检测、基因相对表达研究（如等位基因不平衡表达）、二代测序结果验证、miRNA表达分析、单细胞基因表达分析等。
ctdna是什么123
2017-10-03
它是最新发现的一种具备广泛应用前景、高敏感性、高特异性的肿瘤标志物，且适用于多种肿瘤。
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