DiA Labeled Fluorescent Control Liposomes for Clophosome® -A (Anionic)
Thefluorescent control liposomescontainthe lipophilic dye DiA incorporated in the bilayers. It has comparable physical and chemical attributes as for the Clophosome® except noactive is encapsulated inside. It is used for tracking the cellular uptake of the liposomes by common methods like confocal, FACS, etc.
The lipophilic aminostyryl probeDiAinserts into lipid membranes with its two alkyl tails and its fluorophore oriented parallel to the phospholipid acyl chain. When this dialkylaminostyryl probe binds to membranes, it exhibits a strong fluorescence enhancement; its fluorescence in water is minimal.
Specifications
Lipid composition:phosphatidylcholine,phosphatidylglycerol andcholesterol
Dye: 0.15 mM (0.12mg/mL)
Stability: 6 months for unopened vials
Storage: 2-8 ºC
'DiA';4-Di-16-ASP (4-(4-(Dihexadecylamino)styryl)-N-Methylpyridinium Iodide) (Invitrogen D-3883)
Ex/Em:456/590nm
CAS Number:n/a
FormuMax科学公司位于加利福尼亚州北部硅谷的中心地带，是一家专业的药品配送公司，致力于满足医药/生物技术、化妆品和保健工业的配方开发外包的日益增长的需求。经营理念是成为**的伙伴，作为药物交付的***，特别是在制定具有挑战性的化合物脂质体和其他新的纳米技术。FormuMax拥有一支技术团队，在药物递送领域拥有***的专业知识，特别关注脂质体和其他基于脂质的技术。它们目前提供基础研究，配方可行性，定制配方准备，配方表征和分析科学的合同服务。FormuMax是**家提供大量预成型脂质体试剂的在线商店。已经成功地为来自世界各地的大学实验室、研究中心和各种行业的客户提供了服务和/或产品。
FormuMax供应主要产品：
Clophosome-氯膦酸盐脂质体
FormuMax提供两种预埋有氯磷酸盐分子的中性脂质体产品，该产品单次静脉或腹腔注射后可在脾脏经巨噬细胞清除率可达80-90%，并具有高度活性、稳定的理化性质（长期冰箱存放后仍保持均一性及悬浮特性），粘滞度低使用简便，适用于静脉、腹腔、皮下、鼻腔、气管等多种方式给药。
Doxoves-盐酸多柔比星脂质体
FormuMax可提供脂质定制的盐酸多柔比星脂质体（定制内容为脂质成分及脂质体大小）。FormuMax提供的产品为Doxoves，具有高度的产品稳定性和一致性,紧密的粒径分布和高效的药物包埋效率（高达4.0mg/mL(40mMlipid)的包埋药物浓度）。Doxoves系列产品在产品特性、稳定性及药代动力学特性上可媲美商业产品Doxil。
DrugLoadedliposomes
FormuMax提供多款包埋活性药物的脂质体产品，包括DoxorubicinHCl（含2.0mg/mL及4.0mg/mL两种浓度），IrinotecanHCl(2.0mg/mL)，TopotecanHCl(2.0mg/mL)，产品线仍在持续更新中。
预制脂质体
FormuMax供应的预制脂质体产品囊括多种通用的脂质体类型，使用世界*的优质脂类原料。该系列产品易于使用，稳定性、可靠性及可重复性高，节省时间和成本，并可为研究人员提供定制脂质体服务。目前FormuMax提供聚乙二醇化/非聚乙二醇化的常用脂质体，以及含浓度梯度Ammonium的脂质体
阳离子脂质体
FormuMax供应一系列的阳离子脂质体，用于需带正电荷的脂质体或细胞转染质粒DNA、反义/干扰RNA等。
荧光脂质体
FormuMax供应预制荧光标记的脂质体，包括常规荧光脂质体、生物素化的荧光脂质体以及Avdinized化的荧光脂质体，另外还提供客户定制的荧光脂质体（脂类及染料可选）。
脂质体制备薄膜
FormuMax供应一系列不同规格的聚碳酸酯薄膜，用于脂质体挤出制备。
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影响转染试验的因素：
1转染试剂跟细胞系不匹配
转染试剂跟细胞系也是讲究配合默契的，使用同一种试剂，不同细胞系转染效率通常不同。但细胞系的选择通常是根据实验的需要，因此在转染实验前应根据实验要求和细胞特性选择适合的转染试剂。每种转染试剂都会提供一些已经成功转染的细胞株列表和文献，通过这些资料可选择最适合实验设计的转染试剂。当然，最适合的是高效、低毒、方便、廉价的转染试剂。
2细胞状态变化
因为有些细胞系是不稳定的，可能随着培养时间的改变，培养条件的不同，不同的选择压力，可能引起不同的克隆选择。因此就算是同一个细胞系，在不同条件下转染能力的差异可能会
很大
（1）转染试剂与细胞不匹配
细胞转染最适合的不是原代细胞，也不是传代很多次的细胞。这是因为细胞培养在实验室中保存数月和数年后会经历突变，总染色体重组或基因调控变化等而演化。这会导致和转染相关的细胞行为的变化。最适合转染的细胞是经过几次传代后达到对数生长期的细胞，细胞生长旺盛，最容易转染。
（2）把握时机
没错！转染也有适当的时机，相比较非分裂细胞——分裂细胞往往要比静止细胞更易于摄取并表达外源DNA。因此对大多数转染操作而言，细胞都在转染当天或前一天种板。
同样重要的是细胞在种板进行转染时不应处于过度生长的状态，如癌细胞数量过多，互相叠加，营养物质耗竭，代谢废物积聚，转染率低下也是很正常的！
因此，一定要在最适细胞密度时转染，才能获得较高的转染率。不同的转染试剂，要求转染时的最适细胞密度各不相同，即使同一种试剂，也会因不同的细胞类型或应用而异。
（3）微生物来捣乱
培养物可被细菌、酵母、真菌、病毒、支原体、甚至其他细胞种类所污染。各种污染都会导致产生错误的结果。
（4）交叉污染
如果同一个实验室同时培养不同种类的细胞，很同意发生“细胞串门”的现象，造成交叉污染。
3转染方法
不同转染试剂有不同的转染方法，但大多大同小异。转染时应跟据具体转染试剂推荐的方法，但也要注意，因不同实验室培养的细胞性质不同，质粒定量差异，操作手法上的差异等，其转染效果可能不同，应根据实验室的具体条件来确定最佳转染条件。
（1）血清
转染后未及时加入血清，会导致细胞大量死亡。一般要在转染后的4-6小时换液且换为有血清的培养基。也可以在原来的无血清培养基里面滴加血清。这个时候，最好不要换液，不要打扰细胞，让它安安静静地休息。但是也不能过早加入血清。过早的话，会引起未转染的细胞疯狂生长。那么，什么是最佳时机呢？在20%的细胞变圆的时候，就是加血清的最佳时机。
不过要特别注意：血清是一种包含生长因子及其它辅助因子的不确切成分的添加物，对不同细胞的生长作用有很大的差别。血清质量的变化直接影响细胞生长，因此也会影响转染效率。新加培养基的预热对细胞转染很有帮助。
（2）DNA质量
DNA质量对转染效率影响非常大。一般的转染技术（如脂质体等）基于电荷吸引原理，如果DNA不纯，如带少量的盐离子，蛋白，代谢物污染都会显著影响转染复合物的有效形成及转染的进行。
4载体构建
转染载体的构建（病毒载体，质粒DNA，RNA，PCR产物，寡核苷酸等）也影响转染结果。因此选择组成或可调控，强度合适的启动子也很重要，同时做空载体及其它基因的相同载体构建的转染正对照可排除毒性影响的干扰。
所以转染用的质粒首先要保证数量，一般为2μg以上。质粒纯度不够或者含有细菌LPS或其他对细胞有毒害作用的物质，也会影响转染效率。这个时候，就应该对质粒进行纯化和浓缩。
以上就是细胞转染率低的主要原因了，在实验过程中有没有遇到什么棘手的问题呢，欢迎留言讨论
细胞状态与密度；转染试剂的类型、用量；DNA的品质、用量；转染复合物的品质、作用细胞的时间长度。
我转的是7901、7901/DDP两种细胞，前者7901细胞很容易就转上，并且转后，状态良好，可是7901/DDP一转就死，我用的是吉玛慢病毒，转24小时后换液，刚开始一两天，没有异常，但后来细胞慢慢就死了，并且不是漂浮的，很多是贴着壁死，像是瓦解了一样
这是未转时细胞的样子
这是细胞转后，死亡的样子
并且即使是有些细胞未死，细胞后来也变得很脏，感觉有很破碎的细胞碎片
本人实验小白，**园子里大神指点，急，实在不知道怎么回事
“转化”是指含外源基因的重组质粒（载体）将外源基因直接导入原核细胞（如细菌）；
“转导”指通过重组病毒载体将外源基因导入真核细胞或原核细胞；
“转染”指重组质粒载体或游离核苷酸在脂质体等介导下进入真核细胞；
“感染”在基因转移实验中强调重组病毒载体入侵受体细胞的过程。
在使用这4 个名词时， 应仔细分析基因转移实验的四要素——转移物、载体、介导方法、受体细胞类型，而正确区 分载体和受体细胞类型是辨析的关键点。当载体是重组质粒时，如受体细胞是原核细胞应使 用“转化”，如受体细胞是真核细胞则使用“转染”；当载体是重组病毒时，如强调转移物进 入受体细胞应使用“转导”，如强调重组病毒载体进入受体细胞的过程则使用“感染”。
