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受环境影响；
凋亡虽是自主的但一般有外界因素刺激,致使信号传导,近而控制基因表达
生物性状是外界环境与基因共同决定的
比如，正常的杨树在北方到秋天会落叶,这是细胞凋亡,程序化的。但是，在南方，它不会在秋天凋亡.因此，细胞凋亡受环境影响。

本人细胞实验新手，现在在做细胞凋亡方面的实验，但是，对于得到的细胞凋亡的图有一些疑惑的地方。

这是空白双阴的图

这三个是我给不同药物得到的凋亡的图，每一个图在晚期凋亡的象限内都有这个横这个的一块区域的细胞，我不明白这块区域的细胞是怎么来的

这个是我圈门用的图

主要想问一下，那个横着的这块区域是怎么回事？还有凋亡用无EDTA的胰酶消化一般是在室温还是培养箱，消化多久？我今天消化了6min，依旧看不见有空白组细胞间隙的分开，但是我给药组的细胞已经有明显的皱缩了，所以我就赶紧收集了，发现空白组可以吹下来，这个消化是看间隙增大还是凭感觉？

请问AnnexinV-FITC细胞凋亡检测试剂盒用哪个牌子好呢？

细胞凋亡的过程大致可分为以下几个阶段：
接受凋亡信号→凋亡调控分子间的相互作用→蛋白水解酶的活化（Caspase）→进入连续反应过程 细胞凋亡的启动是细胞在感受到相应的信号刺激后胞内一系列控制开关的开启或关闭，不同的外界因素启动凋亡的方式不同，所引起的信号转导也不相同，客观上说对细胞凋亡过程中信号传递系统的认识还是不全面的，比较清楚的通路主要有：
1）细胞凋亡的膜受体通路：各种外界因素是细胞凋亡的启动剂，它们可以通过不同的信号传递系统传递凋亡信号，引起细胞凋亡，我们以Fas -FasL为例：
Fas是一种跨膜蛋白，属于肿瘤坏死因子受体超家族成员，它与FasL结合可以启动凋亡信号的转导引起细胞凋亡。它的活化包括一系列步骤：首先配体诱导受体三聚体化，然后在细胞膜上形成凋亡诱导复合物，这个复合物中包括带有死亡结构域的Fas相关蛋白FADD。Fas又称CD95，是由325个氨基酸组成的受体分子，Fas一旦和配体FasL结合，可通过Fas分子启动致死性信号转导，最终引起细胞一系列特征性变化，使细胞死亡。Fas作为一种普遍表达的受体分子，可出现于多种细胞表面，但FasL的表达却有其特点，通常只出现于活化的T细胞和NK细胞，因而已被活化的杀伤性免疫细胞，往往能够最有效地以凋亡途径置靶细胞于死地。Fas分子胞内段带有特殊的死亡结构域（DD,death domain）。三聚化的Fas和FasL结合后，使三个Fas分子的死亡结构域相聚成簇，吸引了胞浆中另一种带有相同死亡结构域的蛋白FADD。FADD是死亡信号转录中的一个连接蛋白，它由两部分组成：C端（DD结构域）和N端（DED）部分。DD结构域负责和Fas分子胞内段上的DD结构域结合，该蛋白再以DED连接另一个带有DED的后续成分，由此引起N段DED随即与无活性的半胱氨酸蛋白酶8（caspase8）酶原发生同嗜性交联，聚合多个caspase8的分子，caspase8分子遂由单链酶原转成有活性的双链蛋白，进而引起随后的级联反应，即Caspases，后者作为酶原而被激活，引起下面的级联反应。细胞发生凋亡。因而TNF诱导的细胞凋亡途径与此类似
2）细胞色素C释放和Caspases激活的生物化学途径
线粒体是细胞生命活动控制中心，它不仅是细胞呼吸链和氧化磷酸化的中心，而且是细胞凋亡调控中心。实验表明了细胞色素C从线粒体释放是细胞凋亡的关键步骤。释放到细胞浆的细胞色素C在dATP存在的条件下能与凋亡相关因子1（Apaf-1）结合，使其形成多聚体，并促使caspase-9与其结合形成凋亡小体，caspase-9被激活，被激活的caspase-9能激活其它的caspase如caspase-3等，从而诱导细胞凋亡。此外，线粒体还释放凋亡诱导因子，如AIF，参与激活caspase。可见，细胞凋亡小体的相关组份存在于正常细胞的不同部位。促凋亡因子能诱导细胞色素C释放和凋亡小体的形成。很显然，细胞色素C从线粒体释放的调节是细胞凋亡分子机理研究的关键问题。多数凋亡刺激因子通过线粒体激活细胞凋亡途经。有人认为受体介导的凋亡途经也有细胞色素C从线粒体的释放。如对Fas应答的细胞中，一类细胞（type1）中含有足够的胱解酶8 （caspase8）可被死亡受体活化从而导致细胞凋亡。在这类细胞中高表达Bcl-2并不能抑制Fas诱导的细胞凋亡。在另一类细胞（type2）如肝细胞中，Fas受体介导的胱解酶8活化不能达到很高的水平。因此这类细胞中的凋亡信号需要借助凋亡的线粒体途经来放大，而Bid -- 一种仅含有BH3结构域的Bcl-2家族蛋白是将凋亡信号从胱解酶8向线粒体传递的信使。 尽管凋亡过程的详细机制尚不完全清楚，但是已经确定Caspase即半胱天冬蛋白酶在凋亡过程中是起着必不可少的作用，细胞凋亡的过程实际上是Caspase不可逆有限水解底物的级联放大反应过程，到目前为止，至少已有14种Caspase被发现，Caspase分子间的同源性很高，结构相似，都是半胱氨酸家族蛋白酶，根据功能可把Caspase基本分为二类：一类参与细胞的加工，如Pro-IL-1β和Pro-IL-1δ，形成有活性的IL-1β和IL-1δ；第二类参与细胞凋亡，包括caspase2,3,6,7,8,9.10。Caspase家族一般具有以下特征：
1)C端同源区存在半胱氨酸激活位点，此激活位点结构域为QACR/QG。
2)通常以酶原的形式存在，相对分子质量29000-49000(29-49KD），在受到激活后其内部保守的天冬氨酸残基经水解形成大（P20）小（P10）两个亚单位，并进而形成两两组成的有活性的四聚体，其中，每个P20/P10异二聚体可来源于同一前体分子也可来源于两个不同的前体分子。
3)末端具有一个小的或大的原结构域。
参与诱导凋亡的Caspase分成两大类：启动酶（inititaor）和效应酶（effector）它们分别在死亡信号转导的上游和下游发挥作用。向左转|向右转

最近在用流式测加药后细胞凋亡情况，但加的药物是自发红光的柔红霉素，用常用的凋亡试剂盒，annexinV-fitc和PI双染的测流式，干扰比较大，想问问有人遇到过类似情况吗？请教一下有没有什么解决方法。

细胞凋亡受到严格调控，在正常细胞Caspase处于非活化的酶原状态，凋亡程序一旦开始，Caspase被活经随后发生凋亡蛋白酶的层叠级联反应，发生不可逆的凋亡——细胞调节细胞凋亡的举例如下。 迄今为止，人类已发现多种凋亡抑制分子，包括P53，CrmA,IAPs，FLIPs以及Bcl-2家族的凋亡抑制分子。
1)P53和CrmA是广谱凋亡抑制剂，体外研究结果表明P35以竞争性结合方式与靶分子形成稳定的具有空间位阻效应的复合体并且抑制Caspases活性，同时P53在位点DMQD！G被靶Caspases特异切割，切割后的P35与caspase的结合更强，CrmA（Cytokine response modfer A）是血清蛋白酶抑制剂，能够直接抑制多种蛋白酶的活性，但还未发现在哺乳动物中发现P35和CrmA的同源分子。
2)FLIPs(FLICE-imhibirory proterins）能抑制Fas/TNFR1介导的细胞凋亡。它有多种变异体，但其N-端功能前区（Prodomain）完全相同，C端长短不一。FLIPs通过DED功能区，与FADD和Caspase-8，10结合，拮抗它们之间的相互作用，从而抑制Caspase8，10募集到死亡受体复合体和它们的起始化。
3）凋亡抑制蛋白（IAPs,inhibitors of Apoptosisprotien）为一组具有抑制凋亡作用的蛋白质，首先是从杆状病毒基因组克隆到，发现能够抑制由病毒感染引起的宿主细胞死亡应答。其特性是有大约20氨基酸组成的功能区，这对IAPs抑制凋亡是必需要的，它们主要抑制Caspase3,-7，而不结合它的酶原，对Caspase则即可以结合活化的，又可结合酶原，进而抑制细胞凋亡。 这一家族有众多成员，如Mcl-1、NR-B、A1 、Bcl-w、Bcl-x、Bax、Bak、Bad、Bim等，它们分别既有抗凋亡作用，也有促凋亡的作用。多数成员间有两个结构同源区域，在介导成员之间的二聚体化过程中起重要作用。Bcl-2成员之间的二聚体化是成员之间功能实现或功能调节的重要形式。Bcl-2生理功能是阻遏细胞凋亡，延长细胞寿命，在一些白血病中Bcl-2呈过度表达。
Bcl-2的亚细胞定位已经明确，它在不同的细胞类型可以定位于线粒体、内质网以及核膜上，并通过阻止线粒体细胞色素C的释放而发挥抗凋亡作用。此外， Bcl-2具有保护细胞的功能， Bcl-2的过度表达可引起细胞核谷胱苷肽（GSH）的积聚，导致核内氧化还原平衡的改变，从而降低了Caspase的活性。Bax是Bcl-2家族中参与细胞凋亡的一个成员，当诱导凋亡时，它从胞液迁移到线粒体和核膜。有人研究发现，细胞毒性药物诱发凋亡时，核膜Bax水平的上升与lamin及PARP两种核蛋白的降解呈正相关。用Bax寡核苷酸处理的细胞，只能特异地阻断Lamin的降解，对PARP的降解不起作用。这种效应的调控机制仍然不清楚。
总之，细胞凋亡的调节是非常复杂的，参与的分子也非常多，还有很多不为我们所知的机理需要我们一步的探索。向左转|向右转

主要是：细胞变圆,染色质凝聚、分块,胞质皱缩.之后整个细胞通过发芽、起泡等方式形成一些 球形的突起,并在其基部绞断而脱落形成大小不等的内含胞质、细胞器及核碎片的凋亡小体,然后被周围细胞所吞噬.
其他的特征是：1.由基因控制,2,不引起炎症.3.质膜不破裂,4,染色质DNA的有控裂

细胞凋亡呈现出特征性形态学变化，主要包括细胞皱缩、染色质凝集、凋亡小体形成、细胞骨架解体等，其中以胞核的变化最为显著；细胞凋亡时细胞的生化改变具有复杂性和多样性，包括DNA片段化、多种蛋白酶控制、胞浆Ca2+持续升高、pH的变化、线粒体在细胞凋亡中起重要作用。

一、形态学观察方法
　　1、HE染色、光镜观察：凋亡细胞呈圆形，胞核深染，胞质浓缩，染色质成团块状，细胞表面有“出芽”现象。
　　2、丫啶橙（AO）染色，荧光显微镜观察：活细胞核呈黄绿色荧光，胞质呈红色荧光。凋亡细胞核染色质呈黄绿色浓聚在核膜内侧，可见细胞膜呈泡状膨出及凋亡小体。
　　3、台盼蓝染色：如果细胞膜不完整、破裂，台盼蓝染料进入细胞，细胞变蓝，即为坏死。如果细胞膜完整，细胞不为台盼蓝染色，则为正常细胞或凋亡细胞。此方法对反映细胞膜的完整性，区别坏死细胞有一定的帮助。
　　4、透射电镜观察：可见凋亡细胞表面微绒毛消失，核染色质固缩、边集，常呈新月形，核膜皱褶，胞质紧实，细胞器集中，胞膜起泡或出“芽”及凋亡小体和凋亡小体被临近巨噬细胞吞噬现象。

　　二、DNA凝胶电泳
　　（一）检测原理
　　细胞发生凋亡或坏死，其细胞DNA均发生断裂，细胞内小分子量DNA片断增加，高分子DNA减少，胞质内出现DNA片断。但凋亡细胞DNA断裂点均有规律的发生在核小体之间，出现180－200bpDNA片断，而坏死细胞的DNA断裂点为无特征的杂乱片断，利用此特征可以确定群体细胞的死亡，并可与坏死细胞区别。

　　（二）结果判断
　　正常活细胞DNA 电泳出现阶梯状（LADDER）条带；坏死细胞DNA电泳类似血抹片时的连续性条带。

　　三、酶联免疫吸附法（ELISA）核小体测定
　　凋亡细胞的DNA断裂使细胞质内出现核小体。核小体由组蛋白及其伴随的DNA片断组成，可由ELISA法检测。

　　（一）检测步骤
　　1、将凋亡细胞裂解后高速离心，其上清液中含有核小体；
　　2、在微定量板上吸附组蛋白体；
　　3、加上清夜使抗组蛋白抗体与核小体上的组蛋白结合；
　　4、加辣过氧化物酶标记的抗DNA抗体使之与核小体上的DNA结合；
　　5、加酶的底物，测光吸收制。

　　（二）用途
　　该法敏感性高，可检测5*100/ml凋亡细胞。可用于人、大鼠、小鼠的凋亡检测。该法不需要特殊仪器，适合基层工作，但是不能精确测定凋亡细胞发生的绝多对量。

　　四、流式细胞仪分析
　　（一）检测原理
　　细胞发生凋亡时，其细胞膜的通透性也增加，但是其程度介于正常细胞与坏死细胞之间。利用一特点，被检测细胞悬液用荧光素染色，利用流式细胞仪测量细胞悬液中细胞荧光强度来区分正常细胞、坏死细胞核凋亡细胞。

　　（二）应用价值
　　流式细胞仪检测具有以下特点：
　　1）、检测的细胞数量大，因此其反映群体细胞的凋亡状态比较准确
　　2）、可以做许多相关性分析
　　3）、结合被检测细胞的DNA含量的分析，可确定凋亡的细胞所处的细胞周期

　　■检测形态学及细胞膜完整性的Hoechs-PI双染色法
　　细胞发生凋亡时，其细胞膜的通透性液增加，但其程度介于正常细胞和坏死细胞之间，利用这一特点，被检测细胞悬液用荧光素染色，利用流式细胞仪检测细胞悬液中细胞荧光强度来区分正常细胞、坏死细胞和凋亡细胞。
　　利用Hoechs-PI染色法，正常细胞对染料有抗拒性，荧光染色很浅，凋亡细胞主要摄取Hoecha染料，呈现强蓝色荧光，而坏死细胞主要摄取碘化丙啶（PI）而呈强的红色荧光。

　　■DNA片断原位标记法
　　凋亡细胞DNA片断原位末端检测技术是指在细胞（或组织）结构保持不变的情况下，用荧光素、地高辛或生物素标记的脱氧尿三磷酸（deoxyuridinetriphate，DUTP）和末端脱氧核苷酸转移酶（TdT）相反应与凋亡细胞裂解后3.的羟基（－OH）端结合，经显色反应后检测DNA裂解点的技术。

　　DNA片段原位标记法有二种：
　　1、原位缺口转移（in situ nick-translation，ISNT）技术，它是利用DNA多聚酶I将标记的核苷酸连接到断裂DNA的3－OH端
　　2、原位缺口末端标记技术（in situ end labelling technique，ISEL），即TUNEL法，它是利用TdT将标记的DUPT接到3－OH端。研究证明，TUNEL法的敏感性远高于ISNT，尤其对早期凋亡的检测，TUNEL为合适。

　　■检测细胞膜成分变化的Annexin V 联合PI法
　　1、原理：在细胞凋亡早期位于细胞膜内侧的磷脂酰丝氨酸（PS）迁移至细胞膜外测。磷脂结合蛋白V（Annexin V）是钙依赖性的磷脂结合蛋白，它于PS具有高度的结合力。因此，Annexin V可以作为探针检测暴露在细胞外测的磷脂酰丝氨酸。故利用对PS有高度亲和力的Annexin V，将Annexin V标记上荧光素（如异硫氰酸荧光素FITC），同时结合使用PI拒染法（因坏死细胞PS亦暴露于细胞膜外测，且对PI高染）进行凋亡细胞双染法后用流式细胞仪即可检测凋亡细胞。

　　2、结果判断：正常活细胞Annexin V 、PI均低染；凋亡细胞Annexin V高染、PI低染；坏死细胞Annexin V/PI均高染。

　　3、应用价值：细胞发生凋亡时，膜上的PS外露早于DNA断裂发生，因此Annexin V联合PI染色法检测早期细胞凋亡较TUNEL法更为灵敏。又Annexin V联合PI染色不需固定细胞，可避免PI染色因固定造成的细胞碎片过多及TUNEL法因固定出现的DNA片段丢失。因此，Annexin V联合PI法更加省时，结果更为可靠，是最为理想的检测细胞凋亡的方法。

之前一直做的是四氯化碳引起的小鼠肝组织急性损伤石蜡切片，买的是50t的试剂盒，做了四组重复，中间有一组结果较不好，又买了20t的试剂盒做重复，但是再也做不出来，后面换了DAB，结果还是不理想，DAB显色已经延长至8个小时，才有细微的显色，所有实验条件跟之前保持一样！求大神

细胞凋亡与坏死是两种完全不同的细胞凋亡形式，根据死亡细胞在形态学、生物化学和分子生物学上的差别，可以将二者区别开来。细胞凋亡的检测方法有很多，下面介绍几种常用的测定方法。

一、细胞凋亡的形态学检测

根据凋亡细胞固有的形态特征，人们已经设计了许多不同的细胞凋亡形态学检测方法。

1光学显微镜和倒置显微镜

（1）未染色细胞：凋亡细胞的体积变小、变形，细胞膜完整但出现发泡现象，细胞凋亡晚期可见凋亡小体。

贴壁细胞出现皱缩、变圆、脱落。

（2）染色细胞：常用姬姆萨染色、瑞氏染色等。凋亡细胞的染色质浓缩、边缘化，核膜裂解、染色质分割

成块状和凋亡小体等典型的凋亡形态。

2荧光显微镜和共聚焦激光扫描显微镜

一般以细胞核染色质的形态学改变为指标来评判细胞凋亡的进展情况。

常用的DNA特异性染料有：HO33342(Hoechst33342)，HO33258(Hoechst33258),DAPI。三种染料与　DNA的结合是非嵌入式的，主要结合在DNA的A-T碱基区。紫外光激发时发射明亮的蓝色荧光。

Hoechst是与DNA特异结合的活性染料，储存液用蒸馏水配成1mg/ml的浓度，使用时用PBS稀释成终浓度为2~5mg/ml。

DAPI为半通透性，用于常规固定细胞的染色。储存液用蒸馏水配成1mg/ml的浓度，使用终浓度一般为0.5~1mg/ml。

结果评判：细胞凋亡过程中细胞核染色质的形态学改变分为三期：Ⅰ期的细胞核呈波纹状（rippled）或呈折缝样（creased），部分染色质出现浓缩状态；Ⅱa期细胞核的染色质高度凝聚、边缘化；Ⅱb期的细胞核裂解为碎块，产生凋亡小体(图1)。

3透射电子显微镜观察

　结果评判：凋亡细胞体积变小，细胞质浓缩。凋亡Ⅰ期（pro-apoptosisnuclei）的细胞核内染色质高度盘绕，出现许多称为气穴现象（cavitations）的空泡结构(图2)；Ⅱa期细胞核的染色质高度凝聚、边缘化；细胞凋亡的晚期，细胞核裂解为碎块，产生凋亡小体。

请教各位前辈：流式细胞分析技术检测细胞周期和细胞凋亡的变化，是不是一般都是用AnnexinV-PI试剂的？据说这个比较贵是吗？有其他的可以代替吗？