细胞制备

①在冰上预冷细胞培养物，然后用冰浴的盐溶液、PBS或其他的非变性缓冲液洗2〜3次。保存1份洗涤缓冲液（贮存在-70℃)以备将来进行样品校正，或用于酶、蛋白或RNA分析的对照材料。

②选择下面合适的方法来处理悬浮液或单层培养物。处理悬浮培养物：悬浮培养的细胞所需的DDF体积取决于细胞的湿重或细胞数量。

a.转移一小管悬浮培养物到已称重的塑料小管中，然后短暂地离心；

b.倒出培养基，并称出细胞沉淀的湿重；

c.进行悬浮细胞的去垢剂分离部分的第①步。

处理单层培养物：单层培养物所需DDF的体积取决于培养细胞的平面区域的大小或细胞数量。

a.测出培养瓶或培养皿的表面积，或是计算一个有代表性的培养皿中细胞的数目；

b.进行单层细胞培养物的去垢剂分离部分的第①步。

悬浮细胞的去垢剂分离

通过连续地加入和去除DDF缓冲液来操作DDF，所有的提取过程都是在冰上进行，并温和地搅动。注意提取次数对重复性是很重要的。提取物在用于实验前应一直放在冰上，或冰冻保存（最好是-70℃)。测出每一种去垢剂提取物的回收体积，并计算净产量或分布百分比。每一种DDF缓冲液，都应保存一小管，以备将来进行样品校正，或用于实验的对照材料。

①每克（湿重）洗过的细胞沉淀中加入5倍体积冰冷的毛地黄皂苷提取液缓冲液。温和地旋转，重悬细胞沉淀。

②冰浴条件下在台式混合器上温和地晃动，直到被通透化（permeabilized)的细胞达95%〜100%(约10min)(用台盼蓝染色排除法估计）。

实验提示：在不同组分分离之间保持提取次数的一致是非常重要的。

③480g离心提取混合物10min。

④转移上清到另一干净的试管中。测定上清（胞质组分）的体积后，把胞质组分分装到几个小管中，并把它们存在-70℃条件下。此为CYTO组分（见图3.3和表3.7)。

⑤用5倍沉淀体积（相对于细胞沉淀的最初重量)的冰浴TritonX-10O提取缓冲液仔细地重悬毛地黄皂苷不溶的沉淀，以获得均一的悬浮液。在DDF这一方案中，TritonX-114可以替代TritonX-100，双向凝胶电泳分析提取组分的结果表明二者没有明显的区别。相对于TritonX-100,TritonX-114具有更低的熔点（TritonX-100熔点为60℃;TritonX-114熔点为20℃)，并在非变性温度下可以将样品分为高脂相（lipid-richphase)和低脂相（lipid-poorphase),因而可以对膜整合蛋白和膜外周蛋白，以及可溶的细胞器内含物进行亚组分分离。

⑥冰浴条件下在台式混合器上温和地晃动细胞30min。

⑦5000g离心提取混合物10min。

⑧转移上清液至另一个干净试管中，测量上清液（膜、细胞器组分）的体积，分装后在-70℃条件下贮存。此为MO组分（见图3.3和表3.7)。

⑨Triton提取残渣用Tween-40/脱氧胆酸钠提取缓冲液重新悬浮，其体积为Triton提取（第⑤步）时所用体积的1.5倍。使用特氟隆（Teflon)滑壁玻璃匀浆器(smooth-walledglasshomogenizer)，以中等速度研磨介质5次，使沉淀重新悬浮。

⑩6780g•离心抽提混合物10min。

⑪转移上清液至另一个干净试管中，测量上清液（核组分）的体积，分装核组分后于-70℃条件下贮存。此为NUC组分（见图3.3和表3.7)。

⑫将含有1.2mmol/LPMSF的冰浴PBS(pH7.4)加到抗去垢剂沉淀中，使用Tef10n研磨3次以重悬沉淀，然后12000g离心10min,收集沉淀。

⑬重复步骤⑫两次以上，以彻底清洗沉淀。

⑭去上清，用90%丙酮（-20℃预冷）洗沉淀一次。

⑮过夜冻干沉淀（细胞骨架/核基质组分）。

⑯在已知重量的离心管中测出沉淀的重量，于-70℃条件下贮存样品。此为CSK/MAT组分（见图3.3和表3.7)。

通常情况下细胞悬浮液的CSK/MAT组分的产率很高。因而，贮存冷冻干燥的沉淀组分更为方便，用时只需用非变性的细胞骨架溶解缓冲液来重悬已测定过重量的沉淀。

⑰进行蛋白浓度的测定部分的操作。

单层细胞培养物的去垢剂分离

通过连续地加人和去除DDF缓冲液对DDF进行操作。所有的提取过程都是在冰上进行的，并温和地搅动。注意提取次数对重复性是重要的。实验前，提取物应维持冰浴，或冰冻保存（最好是-70℃)。测出每一组去垢剂提取物的回收体积，并计算净产量或分布的百分比。每一种DDF缓冲液要保存一小管以作随后的样品校准或作为实验的对照材料。

①直接加1ml冰浴的毛地黄皂苷提取缓冲液到T-25培养瓶中的单层培养细胞上。典型的T-25培养瓶能容纳约5X10⁶个细胞。T-75培养瓶或100mm培养皿应加人3ml的毛地黄皂苷提取缓冲液。

②冰浴条件下在台式混合器上温和地晃动细胞悬浮液，直到95%〜100%的细胞被通透化（约10min)(用台盼蓝染色排除法[Trypanblueexclus10n]检测）。

实验提示：维持不同组分分离的提取次数的一致性是非常重要的。③倾斜培养瓶，将液体（胞质组分）倒入一个小的培养會。残余溶液用吸管转移入培养管中。测定胞质组分的体积，分装后在-70℃条件下贮存。此为CYTO组分（见图3.3和表3.7)。

④每个T-25培养瓶（约5X106个细胞）中加入ImlTriton提取缓冲液。在DDF这一方案中，TritonX-114可以替代TritonX-100，双向凝胶电泳分析提取组分的结果表明二者没有明显的区别。相对于TritonX-100,TritonX-114具有更低的熔点（TritonX-100熔点为60℃;TritonX-114熔点为20℃),并在非变性温度下可以将样品分为高脂相（Hpid-richphase)和低脂相（lipul-poorphase),因而可以对膜整合蛋白和膜外周蛋白，以及可溶的细胞器内含物进行亚组分分离。

⑤冰浴条件下在台式混合器上温和地晃动细胞30min。

⑥倾斜培养瓶，将液体（膜和细胞器组分）到入一个小培养管中，残余溶液用吸管转移人培养管中。测定该组分的体积，分装后在-70℃条件下贮存。此为CYTO组分（见图3.3和表3.7)。

⑦每个T-25培养瓶（约5X10⁶个细胞）中加入0.5〜1.0mlTween-40/脱氧胆酸钠提取缓冲液体来提取单层细胞。

⑧倾斜培养瓶，将液体（核组分）到入一个小培养管中，残余溶液用吸管转移入培养管中。测定核组分的体积，分装后在-70℃条件下贮存。此为NUC组分（见图3.3和表3.7)。

⑨用PBS在原位浸没单层细胞。

⑩向培养瓶中加入1〜3ml的无β-巯基乙醇的非变性细胞骨架溶解缓冲液，对抗去垢剂残渣进行提取。倾晃培养瓶以悬浮残渣。测量体积（细胞骨架和基质组分），分装后在-70℃条件下贮存。此为CSK/MAT组分（见图3•3和表3•7)。非变性细胞骨架溶解缓冲液的体积取决于细胞类型和培养时间（即胞外基质的量）。一般，1〜3ml是合适的范围。

⑪进行蛋白浓度的测定部分的操作。

蛋白浓度的测定

①在冰上融化去垢剂缓冲液和提取物。

②用水稀释毛地黄皂苷/EDTA和Triton/EDTA提取物（对于悬浮培养物的提取物加入4倍体积的水，单层培养物的提取物中加人2〜3倍体积的水）。Tween/DOC提取物则不用稀释。

③在无β-巯基乙醇的细胞骨架溶解缓冲液中溶解冷冻干燥的CSK/MAT沉淀。每10mg(干重）沉淀使用1ml缓冲液。如果需要可以对单层培养物的CSK/MAT进行稀释。

④每个样品取20〜50μL，用BCA方法测定，重复两次。另一种测定蛋白质浓度的方法是Peterson的福林（Folin)-酸法，该方法对于去垢剂的干扰不敏感。建议不使用标准的10wry方法，因为在实验中会有由垢剂诱导的凝聚发生。

使用双向凝胶电泳分析蛋白质组分

不同细胞类型的DDF样品可用于二维PAGE分析，包括IEF和非平衡pH梯度电泳（non-equilibriumpHgradientelectrophoresis,NEpHGE)。新鲜的或融化的DDF提取物（置于冰上）首先要标准化，使蛋白含量相同，然后添加固体脲至终浓度9.5mol/L。

①于10μL的样品，加入85mg脲和15μL10×0’Fairell裂解缓冲液，加热至室温作用。

②于干燥的CSK提取物，可在1×O’FarreIl裂解缓冲液中直接溶解。

③于非还原SDS缓冲液中的CSK提取物，通过加入固体脲和加入10×o’Farrell裂解缓冲液，至终浓度9.5mol/L。加固体脲和10×O’Farrell裂解缓冲液，以便尽可能地减少由稀释带来的影响，并尽可能地检测低丰度蛋白。稍微加热样品有利于脲的溶解，但是避免过热（增加温度/或延长加热时间），否则可能会导致人为的氨基甲酰化。

④使用2D电泳分析DDF样品。

⑤LEF凝胶含有3.5%两性电解质（2%对应PH5〜8，1%对应pH3〜10，0.5%对应pH2〜5)，样品需要电泳9800V.h,其中在最后1个小时用800V聚焦。

⑥NEpHGE凝胶含有2%两性电解质（PH3〜10)，样品需电泳2400V•h。通常在15〜60μL的样品含量达到25〜100μg的蛋白，就足以通过考马斯亮蓝或放射自显影观察到；低丰度蛋白可通过银染检测到。实验表明，样品中的去垢剂缓冲液的体积多少不会对IEF凝胶pH梯度的线性范围产生不利的影响。但是，含有Tween/DOC的样品可能引起向低pH的轻微漂移。