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Table:Validatedprimersetsforhumanandmousehousekeepinggenesandtheirexpressionlevels.
*Summaryoftheexpressionlevelsofgenesincomparisonwith18SrRNAusingoursensitivityhumanormousereferenceCDNAandourproprietarySYBRgreenmastermix. | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
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看引物能不能特异性扩增,你可以检查一下扩增后的熔解曲线,一般单一的峰是特异性引物,如果有双峰那就是扩出来了杂带
a)针对双标记探针的引物和探针设计的规则
所选序列应该高度特异。应该选择具有最小二级结构的扩增子。这是很重要的,因为二级结构会影响反应效率。在任何实时应用中期望获得100%的扩增反应效率,这意味着每次循环中,体系内的扩增子都有两倍的增加。如果二级结构在热力学上比寡聚目的基因更稳定,那目的基因的杂交将会失败。二级结构还会阻碍酶的扩增。如果扩增子的二级结构不能避免,则引物的退火温度要相应提高。在整个过程中,我们要进行BLAST和类似的分析,以确保特异性。
通用原则
1,先选择好探针,然后设计引物使其尽可能的靠近于探针。
2,扩增子的长度应不超过400bp,理想的最好能在100-150bp内,扩增片断约短,有效的扩增反应就越容易获得。较短的扩增片断也容易保证分析的一致性
3,保持GC含量在20%和80%之间,GC富含区容易产生非特异反应,从而会导致扩增效率的降低,及在SG分析中非特异信号。
4,为了保证效率和重复性,应避免重复的核苷酸序列,尤其是G(不能有4个连续的G)
5,将引物和探针互相进行配对检测,以避免二聚体和发卡结构的形成。
b),探针设计指导
1,在设计引物之前设计探针
2,探针的Tm值应在68-70℃之间,如果是目测探针,则要仔细审查GC富含区。
3,探针的5’端要避免有鸟氨酸,5’G会有淬灭作用,即使被切割下来这种淬灭作用也还会存在
4,选择C多于G的链作探针,G的含量多于C会降低反应效率,这时就应选择配对的另一条链作为探针。
6,探针应尽可能的短,不要超过30个bp。
7,检测探针的DNA折叠和二级结构。
c), 引物设计指导
1,引物的Tm值应在58-60℃之间,这非常重要,因为我们的试验一般都使用退火温度为60℃,在这个温度下,5’核酸外切酶的活性最高。
2,引物末端(最后5个核苷酸)不能有超过2个的G和C。
3,将引物尽量接近于探针
d循环参数
当引物和探针按照上述原则设计好后,循环的参数也就确定了,当经过起始的变性温度后(根据Tag酶要求设定),反应要经过95℃,15-20秒,60℃60秒,对于一些模板,45秒也足够了。数据在退火时检测。
e)怎么优化探针和引物的浓度
对于双探针反应,通过选择探针和引物的浓度来优化反应结果,,能获得最低的CT值,以及相对于背景来说荧光值有最高的增长。
引物浓度应该在50nM -900nM 范围内进行优化,下面的表格显示了前后引物9种可能浓度组合的结果
探针浓度应该在50-250nM范围内优化
前引物
后引物50300900
5050/50300/50900/50
30050/300300/300900/300
90050/900300/900900/900
探针的浓度应该从(50,100,250nM)与9种引物浓度相组合,也既是27种可能根据前面所述的循环参数,在Rotor-Gene上进行试验,
选择最小CT值和最高反应扩增的曲线做后续试验。
g)进一步的提示
通常所用的探针和引物浓度分别为250nM 和900nM,绝大多数反应都可以在这个浓度下进行,但为了寻找最佳的浓度,还是应该依照上述的步骤。
由于引物溶解温度预测的差异和多种探针设计程序,因此使用三种退火温度(58,60,62℃)对优化是很有用的。
引物的浓度也会影响溶解温度,高的引物浓度会让溶解温度提高2度左右。
Primer3是个非常有用的软件,但他不能避免3‘端的G,所以我们将3’端的G去除,并观察探针的退火温度是否比引物高8-10度。
f)定量数据的分析
分析定量数据主要有两种基本的方法
i)绝对定量
ii)相对定量
研究人员应该根据扩增子和试验目的来决定如何分析定量数据
h)绝对定量
绝对定量是将未知样品与标准曲线相比较进行分析,一般标准品就是一个已知绝对浓度的DNA样品,关于何种标准品用于标准曲线一直有很多讨论,理想的标准品其扩增方式应该是与待测样品一致得,然而这往往是不可能的。一些人会克隆他们得目的基因,并与未知样品比较。要注意得是,绝对定量分析的准确性是依靠标准品的准确性得。
在Rotro-Gene 上可以用几种方法来分析绝对定量数据。包括标准曲线在内的,R值,反应效率都会被呈现出来。也可以从以外的分析中调用标准曲线并让它与一个标准品相调整,(或重复相同的标准品),这个功能在确定斜率的重复性好与Y截距的基础上完成。对一个标准曲线来说,一个单独的标准品就已经足够了。我们也可以在不同的通道甚至一个通道内绘制多条标准曲线。最后提到的功能主要是为了那些想用SYBR-Green分析两个基因的使用者。
ii)相对定量
相对定量是指两个或更多的基因互相进行比较,其结果是一个比率。没有确切的数字被检测道。一种检测基因表达相对定量的方法叫“比较CT值法(⊿⊿Ct)
这种方法可以彻底不需要标准曲线,通过观察与一个动态相关对照比较的表达水平(normalizer),从而可以将模板与增加的样品间进行相对定量。要使这种方法成功,目的及参照的动态范围应该相类似。相对的一个敏感的方法就是看⊿Ct(相同的起始模板浓度,两个扩增子的两个CT值的差异)随着不同稀释度的模板有什么变化。如果两个扩增子的反应效率大致相同,则the plot of log input amount versus ⊿Ct 将是一条水平线(斜率<0.01)。这以为着在初始模板浓度范围内,两个扩增子有相同的反应效率。如果检测发现效率不一致,则应该用标准曲线来对基因表达进行定量,或优化反应使得获得一个类似的效率。动态范围应该有下面两点决定(1)目的基因使用最小和最大的浓度其结果都是准确的(2)两个基因的最小和最大的定量比值都是准确的)
It is designed to address the challenge of pathogen detection, species identification and taxa discrimination using TaqMan and molecular beacon assays. With ClustalW multiple sequence alignment at its core, AlleleID can help design universal or taxa/species specific primers and probes. All major qPCR assays including molecular beacons, TaqMan, FRET or SYBR Green are supported. It uses BLAST search to assure specificity. To assure assay success, AlleleID uses template folding to avoid locating primers in the secondary structures of the template.
With AlleleID, you can avoid gDNA by designing primers/probes across exon/exon boundaries. The intron exon regions are identified by interpreting GenBank annotations or by specifying them manually.
To get started quickly with AlleleID, please download and listen to the multi-media tutorial:
http://www.PremierBiosoft.com/DATAFILES/AL100Tour.exe.
Then please download the demo version of the program from:
http://www.premierbiosoft.com/DATAFILES/AlleleIDTour.exe
http://medgen.ugent.be/rtprimerdb/
PCR即聚合酶链式反应是一种用于放大扩增特定的DNA片段的分子生物学技术,它可看作是生物体外的特殊DNA复制,PCR的最大特点,是能将微量的DNA大幅增加。
其原理为:
DNA的半保留复制是生物进化和传代的重要途径。双链DNA在多种酶的作用下可以变性解旋成单链,在DNA聚合酶的参与下,根据碱基互补配对原则复制成同样的两分子拷贝。在实验中发现,DNA在高温时也可以发生变性解链,当温度降低后又可以复性成为双链。因此,通过温度变化控制DNA的变性和复性,加入设计引物,DNA聚合酶、dNTP就可以完成特定基因的体外复制。
但是,DNA聚合酶在高温时会失活,因此,每次循环都得加入新的DNA聚合酶,不仅操作烦琐,而且价格昂贵,制约了PCR技术的应用和发展。
耐热DNA聚合酶--Taq酶的发现对于PCR的应用有里程碑的意义,该酶可以耐受90℃以上的高温而不失活,不需要每个循环加酶,使PCR技术变得非常简捷、同时也大大降低了成本,PCR技术得以大量应用,并逐步应用于临床。
PCR技术的基本原理类似于DNA的天然复制过程,其特异性依赖于与靶序列两端互补的寡核苷酸引物。PCR由变性--退火--延伸三个基本反应步骤构成:①模板DNA的变性:模板DNA经加热至93℃左右一定时间后,使模板DNA双链或经PCR扩增形成的双链DNA解离,使之成为单链,以便它与引物结合,为下轮反应作准备;②模板DNA与引物的退火(复性):模板DNA经加热变性成单链后,温度降至55℃左右,引物与模板DNA单链的互补序列配对结合;③引物的延伸:DNA模板--引物结合物在72℃、DNA聚合酶(如TaqDNA聚合酶)的作用下,以dNTP为反应原料,靶序列为模板,按碱基互补配对与半保留复制原理,合成一条新的与模板DNA链互补的半保留复制链,重复循环变性--退火--延伸三过程就可获得更多的“半保留复制链”,而且这种新链又可成为下次循环的模板。每完成一个循环需2~4分钟,2~3小时就能将待扩目的基因扩增放大几百万倍。
一般来讲,进行real-time qPCR MasterMix都是2×的浓缩液,只需要加入模板和引物就可以。由于real-time qPCR灵敏度高,所以每个样品至少要做3个平行孔,以防在后面的数据分析中,由于Ct相差较多或者SD太大,无法进行统计分析。通常来讲,反应体系的引 物终浓度为100-400mM;模板如果是总RNA一般是10ng-500,如果cDNA,通常情况下是1ul或者1ul的10倍稀释液,要根据目的基因 的表达丰度进行调整。当然这些都是经验值,在操作过程中,还需要根据所用MasterMix,模板和引物的不同进行优化,达到一个最佳反应体系。在反应体 系配置过程中,有下面几点需要注意:
1. MasterMix不要反复冻融,如果经常使用,最好溶解后放在4度。
2. 更多的配制Mix进行,减少加样误差。最好能在冰上操作。
3. 每管或每孔都要换新枪头!不要连续用同一个枪头加样!
4. 所有成分加完后,离心去除气泡。
5. 每个样品至少3个平行孔。
引物设计略有不一样,但都可用Primer5设计。


