TheCatchPoint®cAMPFluorescentAssayKit"shigh-affinityreagentsareoptimizedforsensitivityandprecisioninapplicationswherecAMPlevelsarelow.Asinglewashstepremovesunboundmaterialpriortothedevelopmentstep,sotheassayisveryresistanttointerferencefromcoloredorfluorescenttestcompounds.TheproprietaryStoplightRedsubstrateisusedtogenerateastablefluorescentreadout,allowingtheassaytobereadinaslittleas10minutesorupto24hoursaftersubstrateaddition.
BenefitsofCatchPointcAMPFluorescentAssayKit
- HighaffinityreagentsareoptimizedforsensitivitywhencAMPlevelsarelow,ensuringresultswhenotherassaysfail
- Robustformatresistsinterferencefromcoloredorfluorescentcompounds,improvingreliABIlityofresults
- Rapidsignaldevelopment(<10min)andnoterminationstepgiveusersaflexIBLereadtimethatiscompatiblewithautomationandhigh-throughputscreening
- QuantitativemethodallowsaccuratedeterminationofcAMPinsamples
AvailableConfigurations:
| Configuration | Description | PartNumber |
96-WellExplorer Kit |
| (R8088) |
| 96-WellBulkKit |
| (R8089) |
| 384-WellExplorerKit |
| (R8044) |
ebiomall.com
>
>
>
>
>
>
>
>
>
>
该仪器采用集成Twister?机械臂的TaqMan?微流体芯片，可以轻松进行数百次实时定量PCR反应。QuantStudio? 7 Flex系统可助您最大限度提高自动化输出能力。
兼容各类应用
优化的实验方案和试剂与直观的软件相结合，兼容最广泛的应用。
获得值得信赖的结果
OptiFlexTM系统拥有六组分离的激发与发射滤片和21片滤片组合，能够确保最高的多重分析能力和化学反应灵活性，提高孔与孔之间、仪器与仪器之间的数据精确性。
1. 主要技术要求
1.1 *内置96孔模块，可升级96孔快速模块及384孔模块；
1.2 *开放5通道检测，连续波长检测，另外可以升级至6色激发光通道和6色检测光通道及21色荧光；
1.3采用检测光滤光片分光，荧光通道开放，用户可自行添加荧光种类；
1.4 *冷CCD检测器96孔/384同步成像；
1.5 *最高升降温速率均可达到：6.5°C/秒；
1.6 *温控范围：4～99.9°C；
1.7动力学线性范围：检测10个起始拷贝，101~109九个数量级，致信度99.7%。区分度要有装机试剂盒验证：能分辨1250、2500、5000、10000、20000拷贝数的初始模板标准品各4个重复验证线性准确度，36个重复的5000拷贝和36个重复的10000拷贝能以99.7%的置信度加以区；
1.8 *有防系统误差方法可供用户选择:内参比荧光Rox,校正加样误差和管间差异；
1.9可分辨单位细胞起始拷贝数1~5拷贝之间的样本99.7%置信度；
1.10 *可分辨起始拷贝数200与300的样本（0.5倍差异）；可实现单拷贝起始模板的区分；
1.11 *高能量合金卤素灯激发,单个光源寿命不低于2000小时；
1.12可升级HRM（高分辨率熔解曲线）分析系统，用于高通量筛选分析单核酸多态性位点（SNP）, 高分辨熔解曲线分辨率： 低至 0.04°C；
1.13支持35分钟以内完成40循环的快速荧光定量PCR实验；
1.14软件组成：
1.14.1配备完备的定量PCR软件,等位基因分析软件。原厂的探针及引物设计软件，可用于PCR引物，巢式PCR，多重PCR引物，RT-PCR引物和Taqman探针的设计和自动测试；
1.14.2可配备相对定量基因表达软件，可同时对无限个数据进行自动的分析、比对、作出柱状图，用于基因表达，药物疗效考核等相对定量分析；
1.14.3配备完备的定量PCR软件,等位基因（SNP）分析软件和阴阳性结果自动判定软件；
1.15试剂耗材开放；
1.15.1可提供原厂人类、大鼠、小鼠、果蝇和拟南芥等多种模式生物全基因组范围表达试剂盒基因表达试剂盒（试剂盒包含:正/反向引物，TaqMan探针，）且同一PCR条件；
1.15.2可提供原厂人类、大鼠、小鼠、果蝇和拟南芥等模式生物microRNA检测试剂盒（试剂盒包含:正/反向引物，TaqMan探针，）且同一PCR条件；
1.15.3支持耗材：国际标准96孔 (0.2 mL) 反应板与光学盖膜，0.2 mL八连管，0.2mL单管；
1.16内置触摸屏电脑：触摸屏电脑可备份还原超过100次的实验数据,可快速地设置多种应用；
*1.17原装进口。
荧光定量PCR原理等大家都已经很熟了，我就不细说了，主要是写一些有人问过的事，希望写的内容是大家都关心的。
普通PCR与荧光定量PCR技术区别？
简单的讲PCR技术最早是用于扩增一段特异的PCR片段，用于克隆、测序等实验，后来也将其用于样本中特异的PCR片段有无或非很粗的相对定量，而荧光定量PCR技术则是为了测定样本中特异的PCR片段相对及绝对量，是一种测定特异的PCR片段含量的方式。如测定病人样本中病原体的含量、实验样本中某一特定的mRNA的含量等。
前些年有人讲过普通PCR后，通过电泳也可以进行定量，其实是将PCR产物的定量与PCR样本中模板定量相混了。近两年没有人再讲这类的话了。
SybrGreen、Taqman、Molecularbeacon、LUX这些方法如何选择？
从实验成本来讲，SybrGreen是最好的，基本上就是普通PCR加上一点SybrGreenI荧光染料即可，其信号强度也很好，还可以进行融解曲线分析等，但缺点是只能在一个反应管内进行一种PCR反应的检测，另一个问题是非特异性扩增会影响实验结果，当然也有一些技术解决这些问题，后面会讲到。对于研究人员来讲，如果需要检测的基因很多，而每个反应管中进行一种PCR反应的检测可以满足实验要求，则SybrGreen是最好的选择。
如果需要进行多通道实验，即在一个反应管中进行2种或以上的反应，则要选择其他的方法，最常用的是Taqman、Molecularbeacon，这两种都是探针的方式，由于增加了探针的特异性，因此其扩增曲线反映的就是特异性产物的扩增曲线，不含有非特异性扩增的成分。因此商业用途的检测试剂盒大都采用这一技术，以减少非特异性产物造成错误结论的可能性。其缺点在于探针成本较高，有时设计的探针并不合适，有造成损失的可能性。并且要进行较多的实验条件的优化。这两种探针技术用于商业目的时都有专利问题，据说取得Molecularbeacon的许可权的成本相对较低，但只是据说。
另一种值得一提的是LUX探针，它也可进行多通道实验，但它没有Taqman和Molecularbeacon方法的增加探针特异性的功能，因此只能是一种折中的方案，如果不考虑多通道实验，则不如SybrGreen法
选择单通道实验还是多通道实验？
这是要根据实验需要来选择的，如果有一个、两个或是三个基因要进行比较，并用看家基因进行对照，可以考虑选择多通道实验。多通道实验的好处是可以消除样本加样的误差。但要克服的困难也比较多，一是条件的优化比较麻烦，即多种PCR反应以及探针要在同一个反应条件下进行，并且效率都要比较高，另一个困难是要求相互之间没有干扰，因为干扰会影响到实验结果。还有一个困难是当一个基因的模板数显著大于其他基因时，因为共用核苷酸等资源的原因，会让模板数少的基因的定量值变小或变为零。因此一般两通道的实验比较多些，即一个基因进行多样本比较，用看家基因进行对照。
可以看出，如果单通道实验可以解决问题，就不要选择多通道实验了。三个以上的基因进行比较时就最好用单通道。因为一般的仪器最多也只有四个通道，就是有更多的通道，实验条件的优化也是足够麻烦了。
双通道实验时如何克服反应条件、干扰以及模板数差别很大等困难？
对于反应条件的优化，可通过两个单独实验的标准曲线来优化，主要是复性温度，可用PCR仪的温度梯度功能来选择，然后找到一个合适的复性温度。对于如何确定是否存在相互干扰，则要通过两个独立的单通道实验与双通道实验的结果进行比较，如果差别不大，则表明没有干扰。至于模板数差别很大的问题，可以通过降低引物浓度的方法来实现，即primerlimited，在一般的PCR反应中，引物的浓度是足够高的，基本上可以将反应液中的核苷酸全部消耗尽，在优化引物浓度时，用不同的引物浓度进行实验，找到不影响反应的C(t)值的最低引物浓度。这样在实际反应中，模板数高的基因在引物耗尽后，反应液中仍然有足够的核苷酸等用于另一个基因的反应。
引物设计中的几个注意事项
1、引物设计最好用相关的软件来进行设计，考虑引物自身回折、错配、引物二聚体、复性温度、产物变性温度等问题，其中产物的变性温度是大家不太关心的问题，但有些产物在一般的95度条件下不能充分解链，会严重影响实验结果。
2、引物所设计的片断一定要有足够的特异性，选择好片段后，最好到互联网中进行相关的搜索，看在样本的基因组有没有相拟的基因以及假基因等，如果有，则可选择特异性更高的区域。
3、在进行mRNA表达量的定量，可以在引物设计时考虑基因组的污染问题，即在引物设计时让两个引物跨一个内含子，这样基因组污染所造成的扩增可以区别出来，或因为片段过大而不能扩增
4、由于mRNA表达量的定量有一个逆转录的过程，如果逆转录是用poly（T）作引物，则设计的片段尽量靠近poly（A），以免逆转录的效率影响到实验结果。如果用特异性引物进行逆转录，则要考虑引物区是否存在RNA二级结构的问题
5、产物片段的大小：定量PCR一般产生片段都不大，不会超过600bp。SybrGreen法一般选择250-600bp，过大会影响到PCR扩增的效率，过小则很难通过融解曲线与引物二聚体分开，但并不是绝对的。Taqman法的扩增片段都很小，几十或是100多，这是其原理造成的。Molecularbeacon法对片段大小的要求不高，只要不是太长即可。
SybrGreen法的实验策略：
实验可分为三个阶段，即实验条件的优化、预实验和正式实验。
一、实验条件的优化阶段，这一阶段是最花时间的，
1、要找到一个阳性的模板，可以是克隆有基因质粒、强阳性样本或纯化的PCR产物等。有了阳性的模板才能进行最基本的定量扩增实验，如果有普通PCR的实验条件，也可以此为基础进行实验。
2、扩增出的产物要通过电泳方法确定其大小，以确认定量PCR扩增的产物是你的目的基因，有些用户就发生过优化了几天的条件才发现扩增片段的大小不对，不是自己想要的基因。当然，能测个序什么的最好。并通过融解曲线实验来确定产生的Tm值以及所用的变性温度是否已经足够，个别情况下会出来解键不充分的现象。
3、有了基本的PCR条件后，要将阳性模板进行倍比稀释，一般用10倍稀释。将稀释的模板带上阴性对照，分成多份进行温度梯度实验，对复性温度进行优化，以找出复性温度范围，复性温度最好能满足以下条件：高中低模板浓度下PCR扩增效率都很高、阴性模板没有扩增。选择满足条件的中间温度，这样可以提高实验的稳定性，不会因为样本管在加热模块中的位置不同而影响实验结果。
4、如果找不到合适的条件，如引物二聚体过多，可对引物浓度、Mg2+离子浓度、DMSO含量等进行优化，然后再进行复性温度梯度实验。其中Mg2+离子浓度、DMSO含量都会影响Tm值以及所用的变性温度。
二、预实验阶段
按照优化的条件对所需要分析的样本做一个没有重复的实验，每个样本做一个10倍和100倍稀释的实验，预实验的目的主要有两个，一是了解样本的模板浓度范围，如果有样本的模板浓度在标准曲线之外，如过高或过低，则可能要对标准曲线进行重新优化，当然，如果过高和过低不影响你的实验结论则可定为高于多少或低于多少，直接进行外推是不科学的。另一个目的看样本中是否有PCR抑制物的影响，如果每个样本的定量结果与其10及100倍稀释后的样本的结果相同，则表明没有抑制物的影响，如果不同，如原倍结果为零，而10及100倍稀释后的样本的结果为阳性，则表明样本中PCR抑制物浓度较高。可用其10及100倍稀释后的样本进行定量。
有几个用户发现过实验为阴性的样本在其10及100倍稀释后的样本为阳性的，也许有更多用户没有进行这样的实验，得到了错误的结论。因为样本RNA的提取试剂中经常有抑制PCR反应的物质，清洗不干净就会影响到定量PCR反应。
三、正式实验阶段
然后就可以进行正式实验了，只需要将每个样本作三个或更多的重复即可以了。有抑制物的样本先进行稀释，计算浓度时不要忘记就行了。最后就可以进行实验结果分析了，个别样本中离群的数值可以删除。
SybrGreen法的注意事项
1、最好按照上面提到策略进行实验，以免造成不必要重复实验，从而降低实验成本
2、SybrGreenI一般是先将母液用DMSO进行稀释100倍，最终的使用浓度为4000-10000分之一。可能不同的SybrGreenI母液的稀释倍数不同，可通过实验来证明，但高浓度的SybrGreenI肯定会影响PCR反应。另外用水稀释后的SybrGreenI保存的时间很短，一般1周后就不能用了。DMSO似乎反复冻融会影响性能，但原因不明。
3、在对引物浓度、Mg2+离子浓度、DMSO含量等进行优化后仍得不到满意的结果，特别是引物二聚体很多时，可以考虑更换引物，因为引物成本低，而优化实验成本很高。
4、当有少量引物二聚体影响荧光结果时，可以提高荧光读板时的温度来消除引物二聚体的影响，如将读板时的温度提高到82度，此时引物二聚体已经解链而产物没有解链。但引物二聚体浓度很高时会严重影响PCR反应，消除引物二聚体的影响也没有用。
5、大家都知道进行绝对定量需要标准曲线，有些用户认为进行相对定量时就不需要标准曲线了，可以通过2ΔΔC（t）来计算，但这一计算是有条件的，即所有荧光定量PCR扩增的效率都接近于100%，可以通过实验来证明。但大多数用户并没有进行这样的实验就直接用2ΔΔC（t）来计算了。这是错误的，会得到错误结论。
6、无论是使用自配的试剂还是用商业的荧光定量试剂盒，最好买够试剂，以免进行预实验或正式实验时没有试剂而必需采用其他试剂，由于不同试剂的缓冲液成份有较大差别，如有的试剂中含有DMSO及Mg2+离子等，可能会影响到实验结果，甚至要重新进行实验条件的优化。
7、不要在管盖上写字，原因很明显，但有些用户习惯了写字，后来再擦掉，也会对实验有些影响。
8、最好使用高质量的PCR管，低质量管的管间差可能会很大。
9、每次实验一定要有阳性对照和阴性对照，以免出现问题时找不到原因。
10、在样本很珍贵时可以采用对样本进行稀释的方式进行定量。只要浓度不是太低，理论来讲对稀释是不会影响实验结果的。
其他方法也可以采用类拟的策略，以节约成本，提高效率。
想到的内容就这些了，希望大家多批评指正。
反应体系的建立及优化
来源：作者：发布时间：2008-10-17
1.SG浓度：
终浓度1:5,000－1:100,000，一般为1:10,000—1:70,000
2.Primer浓度：
终浓度50nM－300nM
固定摸板浓度的梯度实验
不加摸板的对照实验（NTC）——有无非特异信号
熔解曲线的分析——是否单峰
建议使用HPLC纯化的引物
3.MgCl2浓度
降低MgCl2浓度以减少非特异性产物
最低可至1.5nM
同时做梯度实验和NTC对照
4.反应温度和时间参数
反应温度参考所用酶的种类
退火温度使用温度梯度功能优化
反应时间与常规PCR类似，扩增片断一般为200－300bp
5.TaqMan探针
引物、探针设计：
首先选择探针序列
探针的Tm值为68－70度，长度不应超过30碱基
探针的5’端不应是G，G有可能会淬灭荧光素
引物应尽量靠近探针，扩增片断不超过400bp，通常为80－150bp
引物的Tm值为59－60度，长度约20碱基
避免引物、探针之间的二级结构
委托合成公司设计
使用辅助软件
确定反应参数
一般为两步法，94度10－20s
60度30－60s（Taq酶的5’外切酶活性在60度最强）
通过温度梯度优化退火温度
三步法，72度45s
优化引物探针浓度
目标：最高的信号/背景比
最小的Ct值
引物浓度：50nM-900nM
探针浓度：50nM-250nM
通过多次实验确定各自的浓度和比例
价格上第一种如果是几百万个SNP位点的一般是1000元左右，如果是单基因或少数几个基因的也就几十块钱。第二种全基因组测序的一般测序深度30X以上，90G左右数据，测序费用大概在8000左右，分析snp和Indel的变异费用在1000左右。
但是，目前完全不建议做。因为SNP的变异与疾病和表型的研究完全不够充分。单基因的遗传疾病根本不用测序自己就看出来了，多基因的复杂疾病基因遗传因素所占比例有限，只是一个相关概率问题，而且即便知道了也没什么手段，早点拿到的数据也是一堆ATCG和SNP变异和所谓风险值。
还有测序和数据分析费用在飞速下降，目前上万的全基因组测序同样的数据可能1年后只用几百块，真正有效的解读也还要等到几年后，没必要花这个冤枉钱。
但是以下人群有这个切实需要：肿瘤的突变分型（目前并没有特别靠谱的高通量测序产品，主要还是基于荧光定量PCR的检测试剂盒），新生儿的遗传病筛查（看个人接受程度）
一般乙肝DNA定量检测下限是5E2，就是500，罗氏的机子可以做出更低，不过没有临床意义
荧光定量PCR详细流程和问题解析
普通PCR与荧光定量PCR技术区别？
简单的讲PCR技术最早是用于扩增一段特异的PCR片段，用于克隆、测序等实验，后来也将其用于样本中特异的PCR片段有无或非很粗的相对定量，而荧光定量PCR技术则是为了测定样本中特异的PCR片段相对及绝对量，是一种测定特异的PCR片段含量的方式。如测定病人样本中病原体的含量、实验样本中某一特定的mRNA的含量等。
前些年有人讲过普通PCR后，通过电泳也可以进行定量，其实是将PCR产物的定量与PCR样本中模板定量相混了。近两年没有人再讲这类的话了。
SybrGreen、Taqman、Molecularbeacon、LUX这些方法如何选择？从实验成本来讲，SybrGreen是最好的，基本上就是普通PCR加上一点SybrGreenI荧光染料即可，其信号强度也很好，还可以进行融解曲线分析等，但缺点是只能在一个反应管内进行一种PCR反应的检测，另一个问题是非特异性扩增会影响实验结果，当然也有一些技术解决这些问题，后面会讲到。对于研究人员来讲，如果需要检测的基因很多，而每个反应管中进行一种PCR反应的检测可以满足实验要求，则SybrGreen是最好的选择。
如果需要进行多通道实验，即在一个反应管中进行2种或以上的反应，则要选择其他的方法，最常用的是Taqman、Molecularbeacon，这两种都是探针的方式，由于增加了探针的特异性，因此其扩增曲线反映的就是特异性产物的扩增曲线，不含有非特异性扩增的成分。因此商业用途的检测试剂盒大都采用这一技术，以减少非特异性产物造成错误结论的可能性。其缺点在于探针成本较高，有时设计的探针并不合适，有造成损失的可能性。并且要进行较多的实验条件的优化。这两种探针技术用于商业目的时都有专利问题，据说取得Molecularbeacon的许可权的成本相对较低，但只是据说。
另一种值得一提的是LUX探针，它也可进行多通道实验，但它没有Taqman和Molecularbeacon方法的增加探针特异性的功能，因此只能是一种折中的方案，如果不考虑多通道实验，则不如SybrGreen法
选择单通道实验还是多通道实验？
这是要根据实验需要来选择的，如果有一个、两个或是三个基因要进行比较，并用看家基因进行对照，可以考虑选择多通道实验。多通道实验的好处是可以消除样本加样的误差。但要克服的困难也比较多，一是条件的优化比较麻烦，即多种PCR反应以及探针要在同一个反应条件下进行，并且效率都要比较高，另一个困难是要求相互之间没有干扰，因为干扰会影响到实验结果。还有一个困难是当一个基因的模板数显著大于其他基因时，因为共用核苷酸等资源的原因，会让模板数少的基因的定量值变小或变为零。因此一般两通道的实验比较多些，即一个基因进行多样本比较，用看家基因进行对照。
可以看出，如果单通道实验可以解决问题，就不要选择多通道实验了。三个以上的基因进行比较时就最好用单通道。因为一般的仪器最多也只有四个通道，就是有更多的通道，实验条件的优化也是足够麻烦了。
双通道实验时如何克服反应条件、干扰以及模板数差别很大等困难？对于反应条件的优化，可通过两个单独实验的标准曲线来优化，主要是复性温度，可用PCR仪的温度梯度功能来选择，然后找到一个合适的复性温度。对于如何确定是否存在相互干扰，则要通过两个独立的单通道实验与双通道实验的结果进行比较，如果差别不大，则表明没有干扰。至于模板数差别很大的问题，可以通过降低引物浓度的方法来实现，即primerlimited，在一般的PCR反应中，引物的浓度是足够高的，基本上可以将反应液中的核苷酸全部消耗尽，在优化引物浓度时，用不同的引物浓度进行实验，找到不影响反应的C值的最低引物浓度。这样在实际反应中，模板数高的基因在引物耗尽后，反应液中仍然有足够的核苷酸等用于另一个基因的反应。
引物设计中的几个注意事项
1、引物设计最好用相关的软件来进行设计，考虑引物自身回折、错配、引物二聚体、复性温度、产物变性温度等问题，其中产物的变性温度是大家不太关心的问题，但有些产物在一般的95度条件下不能充分解链，会严重影响实验结果。2、引物所设计的片断一定要有足够的特异性，选择好片段后，最好到互联网中进行相关的搜索，看在样本的基因组有没有相拟的基因以及假基因等，如果有，则可选择特异性更高的区域。
3、在进行mRNA表达量的定量，可以在引物设计时考虑基因组的污染问题，即在引物设计时让两个引物跨一个内含子，这样基因组污染所造成的扩增可以区别出来，或因为片段过大而不能扩增
4、由于mRNA表达量的定量有一个逆转录的过程，如果逆转录是用poly（T）作引物，则设计的片段尽量靠近poly（A），以免逆转录的效率影响到实验结果。如果用特异性引物进行逆转录，则要考虑引物区是否存在RNA二级结构的问题5、产物片段的大小：定量PCR一般产生片段都不大，不会超过600bp。SybrGreen法一般选择250-600bp，过大会影响到PCR扩增的效率，过小则很难通过融解曲线与引物二聚体分开，但并不是绝对的。Taqman法的扩增片段都很小，几十或是100多，这是其原理造成的。Molecularbeacon法对片段大小的要求不高，只要不是太长即可。
SybrGreen法的实验策略：
实验可分为三个阶段，即实验条件的优化、预实验和正式实验。一、实验条件的优化阶段，这一阶段是最花时间的，
1、要找到一个阳性的模板，可以是克隆有基因质粒、强阳性样本或纯化的PCR产物等。有了阳性的模板才能进行最基本的定量扩增实验，如果有普通PCR的实验条件，也可以此为基础进行实验。
2、扩增出的产物要通过电泳方法确定其大小，以确认定量PCR扩增的产物是你的目的基因，有些用户就发生过优化了几天的条件才发现扩增片段的大小不对，不是自己想要的基因。当然，能测个序什么的最好。并通过融解曲线实验来确定产生的Tm值以及所用的变性温度是否已经足够，个别情况下会出来解键不充分的现象。
3、有了基本的PCR条件后，要将阳性模板进行倍比稀释，一般用10倍稀释。将稀释的模板带上阴性对照，分成多份进行温度梯度实验，对复性温度进行优化，以找出复性温度范围，复性温度最好能满足以下条件：高中低模板浓度下PCR扩增效率都很高、阴性模板没有扩增。选择满足条件的中间温度，这样可以提高实验的稳定性，不会因为样本管在加热模块中的位置不同而影响实验结果。
4、如果找不到合适的条件，如引物二聚体过多，可对引物浓度、Mg2+离子浓度、DMSO含量等进行优化，然后再进行复性温度梯度实验。其中Mg2+离子浓度、DMSO含量都会影响Tm值以及所用的变性温度。
二、预实验阶段
按照优化的条件对所需要分析的样本做一个没有重复的实验，每个样本做一个10倍和100倍稀释的实验，预实验的目的主要有两个，一是了解样本的模板浓度范围，如果有样本的模板浓度在标准曲线之外，如过高或过低，则可能要对标准曲线进行重新优化，当然，如果过高和过低不影响你的实验结论则可定为高于多少或低于多少，直接进行外推是不科学的。另一个目的看样本中是否有PCR抑制物的影响，如果每个样本的定量结果与其10及100倍稀释后的样本的结果相同，则表明没有抑制物的影响，如果不同，如原倍结果为零，而10及100倍稀释后的样本的结果为阳性，则表明样本中PCR抑制物浓度较高。可用其10及100倍稀释后的样本进行定量。
有几个用户发现过实验为阴性的样本在其10及100倍稀释后的样本为阳性的，也许有更多用户没有进行这样的实验，得到了错误的结论。因为样本RNA的提取试剂中经常有抑制PCR反应的物质，清洗不干净就会影响到定量PCR反应。
三、正式实验阶段
然后就可以进行正式实验了，只需要将每个样本作三个或更多的重复即可以了。有抑制物的样本先进行稀释，计算浓度时不要忘记就行了。最后就可以进行实验结果分析了，个别样本中离群的数值可以删除。
SybrGreen法的注意事项
1、最好按照上面提到策略进行实验，以免造成不必要重复实验，从而降低实验成本
2、SybrGreenI一般是先将母液用DMSO进行稀释100倍，最终的使用浓度为4000-10000分之一。可能不同的SybrGreenI母液的稀释倍数不同，可通过实验来证明，但高浓度的SybrGreenI肯定会影响PCR反应。另外用水稀释后的SybrGreenI保存的时间很短，一般1周后就不能用了。DMSO似乎反复冻融会影响性能，但原因不明。3、在对引物浓度、Mg2+离子浓度、DMSO含量等进行优化后仍得不到满意的结果，特别是引物二聚体很多时，可以考虑更换引物，因为引物成本低，而优化实验成本很高。
4、当有少量引物二聚体影响荧光结果时，可以提高荧光读板时的温度来消除引物二聚体的影响，如将读板时的温度提高到82度，此时引物二聚体已经解链而产物没有解链。但引物二聚体浓度很高时会严重影响PCR反应，消除引物二聚体的影响也没有用。有荧光定量PCR扩增的效率都接近于100%，可以通过实验来证明。但大多数用户并没有进行这样的实验就直接用2ΔΔC（t）来计算了。这是错误的，会得到错误结论。
6、无论是使用自配的试剂还是用商业的荧光定量试剂盒，最好买够试剂，以免进行预实验或正式实验时没有试剂而必需采用其他试剂，由于不同试剂的缓冲液成份有较大差别，如有的试剂中含有DMSO及Mg2+离子等，可能会影响到实验结果，甚至要重新进行实验条件的优化。
7、不要在管盖上写字，原因很明显，但有些用户习惯了写字，后来再擦掉，也会对实验有些影响。
8、最好使用高质量的PCR管，低质量管的管间差可能会很大。
9、每次实验一定要有阳性对照和阴性对照，以免出现问题时找不到原因。10、在样本很珍贵时可以采用对样本进行稀释的方式进行定量。只要浓度不是太低，理论来讲对稀释是不会影响实验结果的。
其他方法也可以采用类拟的策略，以节约成本，提高效率。
想到的内容就这些了，希望大家多批评指正。
5、大家都知道进行绝对定量需要标准曲线，有些用户认为进行相对定量
检测HIV感染者体液中病毒抗原和抗体的方法，操作方便，易于普及应用，其中抗体检测尤普通。但HIv P24抗原和病毒基因的测定，在HIV感染检测中的地位和重要性也日益受到重视。
抗体检测
抗体检测
血清中HIV抗体是判断HIV感染的间接指标。根据其主要的适用范围，可将现有HIV抗体检测方法分为筛检试验和确证试验。
确证试剂
筛检实验阳性血清的确证最常用的是Western blot（WB），由于该法相对窗口期较长，灵敏度稍差，而且成本高昂，因此只适合作为确证实验。随着第三代和第四代HIV诊断试剂灵敏度的提高，WB已越来越满足不了对其作为确证实验的要求。
FDA批准的另一类筛检确证试剂是-免疫荧光-试验（IFA）。IFA比WB的成本低，而且操作也相对简单，整个过程在1-1.5小时内即可结束。此法的主要缺点是需要昂贵的荧光检测仪和有经验的专业人员来观察评判结果，而且实验结果无法长期保存。现在FDA推荐在向WB不能确定的供血员发布最终结果时以IFA的阴性或阳性为准，但不作为血液合格的标准。
筛检试验
筛检试验主要用于对供血员进行筛查，因此要求操作简便，成本低廉，而且灵敏、特异。2012年，世界上主要的筛检方法仍然是ELISA，还有少数的颗粒凝集试剂和快速ELISA试剂。ELISA有很高的灵敏度和特异性，操作简单，仅需要实验室配备酶标仪和洗板机即可应用，特别适合于试验室大规模筛检使用。
颗粒凝集实验是另一种操作简单方便，成本低廉的检测方法，该方法结果可通过肉眼判定，灵敏度很高，特别适合发展中国家或大量筛选供血员时使用，缺点是必须使用新鲜样品，特异性较差。
80年代后期发展起来的斑点印迹检测（Dot-blot assay）是一种快速ELISA（Rapid ELISA）方法，这种方法操作极为简便，过程短暂，整个过程多数在5-10分钟内甚至3分钟内即可结束，但该法比ELISA和颗粒凝集试剂昂贵得多。
人类免疫缺陷病毒抗体口腔粘膜渗出液检测试剂盒（胶体金法）就属于侧向免疫层析法（金免疫）类别，基于免疫层析技术通过手工操作、肉眼读取结果、20分钟即可定性得出检测结果的快速诊断试剂，用于检测口腔粘膜渗出液样本中的HIV-1型和HIV-2型抗体。可用于自愿咨询检测、不愿采血、晕针患者的初筛。该方法适用于初筛检测，凡由该试剂测定为阳性者，需进行进一步筛查确认。[3]
【HIV阴性】说明从人体内检测不到HIV抗体，阴性符号以（-）表示。不能说没有感染HIV, 要看是什么时候检测的，在窗口期内，感染者的体内还没有产生HIV抗体，或还没有产生足量的HIV抗体，这时HIV检测是阴性结果，如果在窗口期之后检测的，可以排除感染HIV的可能。
【HIV阳性】说明从人体内检测到了HIV抗体，阳性符号以（+）表示。
【检测结果不定因素】
感染还处于窗口期：从HIV进入体内到检测这段时间还不够长，因此血清还没有形成典型的抗体反应
艾滋病进展到终末期，抗体水平下降
其他非病毒蛋白抗体的交叉反应：自身免疫性疾病、某些恶性疾病、怀孕、输血或器官移植等情况下，身体可以产生一些抗体，其反应与HIVP24核心蛋白抗体引起的反应很相似
抗原检测
病原检测主要指用病毒分离培养、电镜形态观察、病毒抗原检测和基因测定等方法从宿主标本中直接检测病毒或病毒基因。由于前两种方法难度大，且需要特殊设备和专业技术人员。因此仅抗原检测和RT-PCR(反转录－PCR)可用于临床诊断。HIV-1P24抗原检测可用于HIV-1抗体不确定或窗口期的辅助诊断；HIV-1抗体阳性母亲所生婴儿早期的辅助鉴别诊断；第四代HIV-1抗原/抗体ELISA试剂检测呈阳性，但HIV-1抗体确认阴性者的辅助诊断。P24抗原检测一般用ELISA双抗体夹心法试剂，试剂必须经过SDA批准注册、在有效期内，其阳性结果必须依据试剂说明书经中和试验确认。HIV-1P24抗原检测的敏感性为30-90%，该结果仅作为HIV感染的辅助诊断依据，不能据此确诊；HIV-1 P24抗原检测阴性只表示在本试验中无反应，不能排除HIV感染，临床中一般不作为常规诊断项目。
核酸检测
HIV核酸检测可用于HIV感染的辅助诊断、病程监控、指导治疗方案及疗效判定、预测疾病进展等。常用的HIV病毒载量检测方法包括逆转录PCR实验（RT-PCR）、核酸序列扩增实验（NASBA）、分支DNA杂交实验（bDNA）以及实时荧光定量PCR技术。值得注意的是，每一种HIVRNA定量系统都有其最低检测限，即可以测出的最低拷贝数或国际单位，RNA定量检测时未测出不等于样品中不含有病毒RNA，因此HIV核酸定性检测阴性，只可报告本次实验结果阴性，但不能排除HIV感染；HIV核酸检测阳性，可作为诊断HIV感染的辅助指标，不能单独用于HIV感染的诊断。报告HIV核酸定量检测结果时应按照仪器读数报告结果，注明使用的实验方法、样品种类和样品量，当测定结果小于最低检测限时，应注明最低检测限水平。
HIV核酸定性检测也可用于HIV感染的辅助诊断，在分析HIV基因亚型和变异等基础研究中应用。通常使用PCR或RT-PCR技术，使用分子生物学实验室通用的扩增试剂，引物可来自文献或自行设计，应尽量覆盖所有或常见的毒株，也可使用复合引物。报告定性检测结果时应注明反应条件和所使用的引物序列。此外，利用核酸检测方法的高度敏感性，使用集合核酸扩增检测技术和方法，对高度怀疑感染人群且抗体阴性的样品进行集合核酸检测，可及时发现窗口期感染者。该方法较单份样品的核酸检测具有更高的成本效益。aware天猫
