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Signagen/PolyJet™ In Vitro DNA Transfection Reagent/SL100688/0.5 mL
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Signagen/PolyJet™ In Vitro DNA Transfection Reagent/SL100688/0.5 mL
品牌 / 
Signagen
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SL100688-5x1.0mL
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PolyJet™ DNA In Vitro Transfection Reagent

Description
Based on our proprietary polymer synthesis technology, PolyJet™ DNA In Vitro Transfection Reagent is formulated as a biodegradable polymer based DNA transfection reagent that ensures effective and reproducible transfection on HEK293,
COS-7, NIH-3T3, HeLa, CHO and a broad ranges of hard-to-transfect mammalian cells. PolyJet™ reagent is able to immobilize DNA migration during electrophoresis at very low concentration and form transfection complex within 5 minutes at RT. A remarkable feature of the reagent is the rapid and complete degradation of polymer after transfection complex endocytosis (Figure 1), leading to much less cytotoxicity. PolyJet™ reagent, 1.0 ml, is sufficient for ~667 transfections in 24 well plates or ~333 transfections in 6 well plates, providing a very affordable alternative to the leading products for transfecting a variety of commonly used and hard-to-transfect mammalian cells.


Figure 1. A Cartoon Showing Biodegradation of PolyJet™ DNA Transfection Reagent After Endocytosis of Transfection Complex

Features
- Bio-degradable after endocytosis
- Exceptional high titers of virus production
- Equally good for very long DNAs (>89 kb)

- Equally good for both single DNA transfection and multi DNA co-transfection
- High levels of recombinant protein production
- Simple & robust transfection procedure
- Very affordable

Storage Condition
Store at 4 °C. If stored properly, the product is stable for 12 months or longer.

Broad Transfection Spectrum for Mammalian Cell Types

Cell Lines

Efficiency (% GFP)

Cell Lines

Efficiency (% GFP)

McArdle 7777
Hep3D
SHEP
3T3-442A
COS-7
CV-1
D 407
DHD Pro.b
3LL
B16-F10
BAEC
BHK-21
Ca Ski
CaCo2
CHO
HCS-2/8
HEK-293
HeLa
HLMEC
H-MVEC
Huh-7D12
ATT20
SK-N-SH
C2C12
HepG2

65-70%
67-76%
68-71%
35%
85-90%
60%
70%
70%
80%
85%
51%
80%
88%
60%
88%
61%
86%
88%
72%
59%
72%
46%
29%
46%
72%

hESCs
SN56

MC3T3-E1
Primary melanocyte
mESCs
L929
MCF-7
MDCK
Neuro2A
NIH 3T3
PC12
SH-SY5Y
SiHa
SKOV3
Huh-7
IGROV1
DF-1, Chicken Embryonic Cell
6CSFMEo
WEHI 231
A549
LNCap
Prim. mouse keratinocyte
Prim. human skin fibroblast
Prim. human pre-adipocyte
Prim. mouse embry. fibroblast

70%
81%
80%
35%
70%
59%
68%
68%
86%
76%
50%
25%
60%
65%
70%
35%
50%
71%
26%
75%
75
29%

50%
32%
30%


Examples Showing Transfection Efficiency of PolyJet™ DNA In Vitro Transfection Reagent on Commonly Used Cells
PolyJet_L2K_CHO
Transfection efficiency comparison of PolyJet™ vs. lipofectamine Plus on Chinese Hamster Ovary (CHO) cells. HA tagged beta-tubulin cDNA was delivered into CHO cells with PolyJet™ (left panel) and lipofectamine Plus (right panel) respectively. FITC conjugated antibody against HA tag was utilized to pick up HA-beta-tubulin (Green) while a DM1a antibody was used to detect endogenous alpha-tubulin followed by probing with rhodamine conjugated secondary antibody (Red). The above picture was provided by Dr. Shang Yin of University of Texas at Houston Medical School as courtesy

PolyJet_L2K_HEK293
A comparison showing transfection efficiency of PolyJet™ reagent vs. a leading product, Lipofectamine 2000 on HEK293FT cells. HEK-293FT cells were transfected with GFP vector (pEGFP-N3) by PolyJet™ (left panel) and Lipofectamine 2000 (right panel) respectively. The cells were visualized by Nikon Eclipse Fluorescence microscope 24 hours post transfection

PolyJet_L2K_HepG2
A comparison showing transfection efficiency of PolyJet™ reagent vs. a leading product, Lipofectamine 2000 on HepG2 cells. HepG2 cells were transfected with GFP vector (pEGFP-N3) by PolyJet™ (left panel) and Lipofectamine 2000 (right panel) respectively. The cells were visualized by Nikon Eclipse Fluorescence microscope 24 hours post transfection

PolyJet_Fugene_HD_MDCK
Transfection efficiency comparison of PolyJet™ vs. Fugene HD on MDCK cells. A plain GFP DNA was transduced into MDCK cells with PolyJet™ (left panel) and Fugene HD (right panel) reagents respectively per manufacturers' protocols. GFP and DAPI staining were visualized under fluorescence microscopy 48 hours post tansfection. The above comparison data and pictures were completed and provided by Dr. Ge Zhou of NYU Medical Center as courtesy

PolyJet_L2K_MDCK
A comparison showing transfection efficiency of PolyJet™ reagent vs. a leading product, Lipofectamine 2000 on MDCK cells. MDCK cells are notoriously hard to transfect. With proprietary "Shaved Cell Transfection" protocol, PolyJet™ (left panel) gives up to 70% GFP positive cells vs. Lipofectamine 2000 (right panel) around 5% efficiency. MDCK cells were transfected with GFP vector (pEGFP-N3) by PolyJet™ (left panel) and Lipofectamine 2000 (right panel) respectively. The cells were visualized by Nikon Eclipse Fluorescence microscope 36 hours post transfection

PolyJet_Fugene_HD_LNCap
A comparison showing transfection efficiency of PolyJet™ reagent vs. a leading product, Fugene HD on LNCap cells. LNCap cells were transfected with GFP vector (pEGFP-N3) by PolyJet™ (left panel) and Fugene HD (right panel) respectively. The cells were visualized by Nikon Eclipse Fluorescence microscope 24 hours post transfection

PolyJet_hESCs
A image showing exceptional transfection efficiency of PolyJet™ reagent on Human embryonic stem cells (hESCs).  The hESCs grown in E8 medium on Geltrexvs (left panel, DIC imaging) was transfected with pEF1α-GFP. The GFP expression (right panel) was visualized by Nikon Eclipse Fluorescence microscope 24 hours post transfection.  The above pictures were provided by Dr. Marina Pryzhkova of Johns Hopkins University as courtesy

PolyJet_L2K_N2A
Neuro2A cells transfected with pEGFP-C1 plasmid using PolyJet™ In Vitro DNA Transfection Reagent. The Neuro2A cells were visualized by Nikon Eclipse Fluorescence microscope with DIC phase imaging (left) and FITC imaging (right) 24 hours post-transfection

PolyJet_L2K_Primary_Fibroblast
Comparison of cytotoxicity of PolyJet™ DNA In Vitro Transfection Reagent with L2K™ on primary murine skin fibroblast. The primary murine fibroblast was incubated with the indicated transfection reagents/pEGFP-C1 (DNA) complexes above for 4 hours in serum-free DMEM High Glucose medium followed by replacement of complete serum-containing medium. The cells were visualized by Nikon Eclipse Fluorescence microscope with DIC phase imaging 24 hours post transfection

Data Sheet and Protocols
- General Protocol for Transfecting Mammalian Cells

- A Short Protocol for Transfecting Mammalian Cells
- Advanced Protocol for Transfecting Hard-to-Transfect Mammalian Cells

- A Protocol for Transfecting Suspension 293 and CHO Cells
- Protocol for Lentivirus Production
-
Protocol for rAAV Production
Technical Note & Transfection Tips


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Testimonials:


Sorry for sooo big delay, but now I am totally in love with PolyJet. I have used PolyJet for a while on mouse ESCs with relatively good efficiency 50~70%.

--------Marina Pryzhkova, Ph.D., JHU


PolyJet Transfection Reagent worked equally as well as lipofectamine 2000, with little evidence of cell death on 293, PC-3 and 22RV1 cells. I will defiantly consider switching over.

-----Tiffany Wallace, Ph.D., NCI / NIH


I only did side by side with the testing sample (PolyJet) and Lipo2000 with GFP transfection on COS-7 cells. The result was very good. PolyJet was even better than L2K.

------Feng Qiao, Ph.D., NEI / NIH


I tested the sample of PolyJet on my NIH-3T3 mouse fibroblasts this weekend. The results were much better than Lipofecatmine LTX. I'm attaching a powerpoint slide with my results (I did not quantify the % transfection efficiency, but the pictures get the point across). I found that the protocol for difficult-to-transfect cell lines worked better than the standard protocol.

-----Stephanie Murphy, Ph.D., Dartmouth College


I had chance to try your product finally. It was great success. I used HeLa cells and got 10% transfection efficiency (<0.1% for Lipofectamine). Thank you! I was wondering if I also try GenJet™ Plus DNA In Vitro Transfection Reagent? According to your website, the reagent works better than regular PolyJet.

-------Yumi Uetake, Ph.D., UMASS


I tested PolyJet and it looks great on MDCK. We placed order. Thank you!

-------Ge Zhou, Ph.D., NYU


We are happy to provide feedback. PolyJet worked very well for us in HepG2 cells, we got approximately 80% efficiency with pMAX GFP plasmid, by following the conditions in your suggested protocol. We ran a comparison with Lipofectamine, which only showed approximately 20-30% transfection efficiency. We are planning experiments and will be ordering more soon.

-------Emily Mcallister, PBRC

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需要连接到载体上才能转染受体细胞,载体可能是质粒或者病毒

影响转染试验的因素:

1转染试剂跟细胞系不匹配

转染试剂跟细胞系也是讲究配合默契的,使用同一种试剂,不同细胞系转染效率通常不同。但细胞系的选择通常是根据实验的需要,因此在转染实验前应根据实验要求和细胞特性选择适合的转染试剂。每种转染试剂都会提供一些已经成功转染的细胞株列表和文献,通过这些资料可选择最适合实验设计的转染试剂。当然,最适合的是高效、低毒、方便、廉价的转染试剂。


2细胞状态变化

因为有些细胞系是不稳定的,可能随着培养时间的改变,培养条件的不同,不同的选择压力,可能引起不同的克隆选择。因此就算是同一个细胞系,在不同条件下转染能力的差异可能会

很大

(1)转染试剂与细胞不匹配

细胞转染最适合的不是原代细胞,也不是传代很多次的细胞。这是因为细胞培养在实验室中保存数月和数年后会经历突变,总染色体重组或基因调控变化等而演化。这会导致和转染相关的细胞行为的变化。最适合转染的细胞是经过几次传代后达到对数生长期的细胞,细胞生长旺盛,最容易转染。

(2)把握时机

没错!转染也有适当的时机,相比较非分裂细胞——分裂细胞往往要比静止细胞更易于摄取并表达外源DNA。因此对大多数转染操作而言,细胞都在转染当天或前一天种板。

同样重要的是细胞在种板进行转染时不应处于过度生长的状态,如癌细胞数量过多,互相叠加,营养物质耗竭,代谢废物积聚,转染率低下也是很正常的!

因此,一定要在最适细胞密度时转染,才能获得较高的转染率。不同的转染试剂,要求转染时的最适细胞密度各不相同,即使同一种试剂,也会因不同的细胞类型或应用而异。

(3)微生物来捣乱

培养物可被细菌、酵母、真菌、病毒、支原体、甚至其他细胞种类所污染。各种污染都会导致产生错误的结果。

(4)交叉污染

如果同一个实验室同时培养不同种类的细胞,很同意发生“细胞串门”的现象,造成交叉污染。


3转染方法

不同转染试剂有不同的转染方法,但大多大同小异。转染时应跟据具体转染试剂推荐的方法,但也要注意,因不同实验室培养的细胞性质不同,质粒定量差异,操作手法上的差异等,其转染效果可能不同,应根据实验室的具体条件来确定最佳转染条件。

(1)血清

转染后未及时加入血清,会导致细胞大量死亡。一般要在转染后的4-6小时换液且换为有血清的培养基。也可以在原来的无血清培养基里面滴加血清。这个时候,最好不要换液,不要打扰细胞,让它安安静静地休息。但是也不能过早加入血清。过早的话,会引起未转染的细胞疯狂生长。那么,什么是最佳时机呢?在20%的细胞变圆的时候,就是加血清的最佳时机。

不过要特别注意:血清是一种包含生长因子及其它辅助因子的不确切成分的添加物,对不同细胞的生长作用有很大的差别。血清质量的变化直接影响细胞生长,因此也会影响转染效率。新加培养基的预热对细胞转染很有帮助。

(2)DNA质量

DNA质量对转染效率影响非常大。一般的转染技术(如脂质体等)基于电荷吸引原理,如果DNA不纯,如带少量的盐离子,蛋白,代谢物污染都会显著影响转染复合物的有效形成及转染的进行。


4载体构建

转染载体的构建(病毒载体,质粒DNA,RNA,PCR产物,寡核苷酸等)也影响转染结果。因此选择组成或可调控,强度合适的启动子也很重要,同时做空载体及其它基因的相同载体构建的转染正对照可排除毒性影响的干扰。

所以转染用的质粒首先要保证数量,一般为2μg以上。质粒纯度不够或者含有细菌LPS或其他对细胞有毒害作用的物质,也会影响转染效率。这个时候,就应该对质粒进行纯化和浓缩。

以上就是细胞转染率低的主要原因了,在实验过程中有没有遇到什么棘手的问题呢,欢迎留言讨论


可以考虑在以下角度进行转染实验的优化:
细胞状态与密度;转染试剂的类型、用量;DNA的品质、用量;转染复合物的品质、作用细胞的时间长度。
细胞转染 实验方法 123
一直攀爬的蜗牛2021-07-31
本人最近正在做质粒DNA的293T细胞转染,请问各位大神,有没有用过sigma的转染试剂,我们实验室买了,但是是凝胶状,不知道怎么用,请指教!
细胞转染 123
忻忻相惜4582021-08-01
对于脂质体转染与电穿孔转染都无法成功转染的细胞系建议用病毒感染,此法可以快速100%感染,检测成功率高。向左转|向右转
传统的转染试剂有一定的细胞毒性,在转染过程由于提高细胞的通透性因而不能在培养基中添加抗生素。如,阳离子脂质体。带正电的脂质体与核酸带负电的 磷酸基团 形成复合物被细胞内吞。血清中含有大量的蛋白质,在转染过程中,带负电的蛋白质可能干扰阳离子脂质体对核酸的吸附,影响转染效率。另外,使用脂质体等转染 试剂时,由于含血清转染会将血清中的蛋白带入细胞,引发细胞毒性,导致转染效率降低,故不能有血清转染。这些转染试剂要求在转染前换无血清培养基,转染后 4-6h在更换成有血清培养基,这其实是为了减轻转染造成的细胞毒性。
细胞 (英文名:cell)并没有统一的定义,比较普遍的提法是:细胞是生物体基本的结构和功能单位。已知除病毒之外的所有生物均由细胞所组成,但病毒生命活动也必须在细胞中才能体现。一般来说,细菌等绝大部分微生物以及原生动物由一个细胞组成,即单细胞生物,高等植物与高等动物则是多细胞生物。细胞可分为原核细胞、真核细胞两类,但也有人提出应分为三类,即把原属于原核细胞的古核细胞独立出来作为与之并列的一类。研究细胞的学科称为细胞生物学。细胞体形极微,在显微镜下始能窥见,形状多种多样。主要由细胞核与细胞质构成,表面有细胞膜。高等植物细胞膜外有细胞壁,细胞质中常有质体,体内有叶绿体和液泡,还有线粒体。

我转的是7901、7901/DDP两种细胞,前者7901细胞很容易就转上,并且转后,状态良好,可是7901/DDP一转就死,我用的是吉玛慢病毒,转24小时后换液,刚开始一两天,没有异常,但后来细胞慢慢就死了,并且不是漂浮的,很多是贴着壁死,像是瓦解了一样


这是未转时细胞的样子





这是细胞转后,死亡的样子


并且即使是有些细胞未死,细胞后来也变得很脏,感觉有很破碎的细胞碎片

本人实验小白,**园子里大神指点,急,实在不知道怎么回事

本人为新手,希望大家能够直到一下细胞转染效率的问题。现在已知的信息如下:

质粒上面包含了萤光虫荧光素酶基因和海参荧光素酶基因,请问我通过什么方法可以测得转染效率?

如果不能测得转染效率,请问怎么优化转染条件呢?

用siRNA转染A375细胞,我看到好多说这个细胞转染效率很低,求转染效率高的转染试剂!!
转化(transformation)、转导(transduction)、转染(transfection)和感染(infection)是分子生物学实 验中将外源基因导入受体细胞的4 种技术,它们词形相近,概念上容易混淆。
“转化”是指含外源基因的重组质粒(载体)将外源基因直接导入原核细胞(如细菌);
“转导”指通过重组病毒载体将外源基因导入真核细胞或原核细胞;
“转染”指重组质粒载体或游离核苷酸在脂质体等介导下进入真核细胞;
“感染”在基因转移实验中强调重组病毒载体入侵受体细胞的过程。
在使用这4 个名词时, 应仔细分析基因转移实验的四要素——转移物、载体、介导方法、受体细胞类型,而正确区 分载体和受体细胞类型是辨析的关键点。当载体是重组质粒时,如受体细胞是原核细胞应使 用“转化”,如受体细胞是真核细胞则使用“转染”;当载体是重组病毒时,如强调转移物进 入受体细胞应使用“转导”,如强调重组病毒载体进入受体细胞的过程则使用“感染”。

heck293细胞,铺完板后,一共七块24孔板。发现有两块板的其中两个孔变黄,然后用脂质体试剂转染质粒(质粒浓度1600ng/ul)后细胞,溶液没有变黄。(一般正常情况下都会变黄)没变黄的孔里的细胞都没了。。。什么原因呢