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제품특징
□ 특징
● Uracil(U)을 많이 포함한 DNA 증폭에 최적
● Anti-Taq antibody를 이용한 hot-start PCR 효소로 비특이적 증폭 억제
● GC-rich target, AT-rich target 모두 효율적으로 증폭 가능
● 증폭 산물의 3'말단에 A가 부가, 그대로 TA 클로닝에 사용 가능
□ 제품설명
TaKaRa EpiTaq HS (for bisulfite-treated DNA)는 bisulfite 처리 후 Uracil을 많이 포함한 DNA를 주형으로 bisulfite sequencing이나 COBRA법 등의 분석을 위해 PCR 증폭시 최적인 PCR 효소이다. Bisulfite 처리를 한 DNA는 PCR 반응성에 변화가 있을 수 있지만, 본 효소는 마그네슘 농도나 dNTP 농도를 조정하여 증폭 효율, 반응 특이성을 조절할 수 있기 때문에, 지금까지 증폭할 수 없었던 타겟에서도 양호한 증폭을 실시할 수 있다.본 효소는 anti-Taq antibody를 포함한 hot-start PCR 효소이며, 고온 가열할 때까지는 anti-Taq antibody가 효소에 결합해 polymerase 활성을 억제하고 있기 때문에, PCR cycle 전의 mis-primming이나 primer dimer에서 유래되는 비특이적 증폭을 막을 수 있다. Anti-Taq antibody는 PCR 초기 DNA 변성 과정(initial denaturation)에서 변성되어 분리되므로, 별도의 변성 스텝을 설정할 필요가 없다.[주의] Bisulfite 처리한 DNA를 이용하여, 메틸화 특이적 PCR(Methylation Specific PCR: MSP) 분석을 할 경우에는 EpiScope MSP Kit(Code R100A/B)을 추천 한다.
□ 내용 (200 rxns)*
| 1. TaKaRa EpiTaq HS(5 U/μl) | 250 U |
| 2. 10×EpiTaq PCR Buffer (Mg2+ free) | 1 ml |
| 3. dNTP Mixture(각 2.5 mM) | 1.2 ml |
| 4. 25 mM MgCl2 | 1.2 ml |
* 반응용량 50 μl 기준 | |
□ 보존
- 20℃
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DXY721认为:
悬浮细胞和贴壁细胞在转染过程中差别不大,主要差别在于转染后的筛选,当然如果你做的是瞬时转染就不存在筛选的问题了。
其实转染的过程很简单,问题是能不能转的进去的,转染率能有多少,转进去是否可以稳定表达目的蛋白等等。
我们也是用脂质体做悬浮细胞的转染,说明书上都有具体的操作过程,将脂质体和目的基因按比例混合,然后加到细胞悬液里就OK了,说的简单,实际上还是有一些细节要注意的,比如脂质体和目的基因混合的比例,转染的细胞数,细胞的代数,细胞的状态,有的还要求在转染的前一天传代一次,不过不要怕,这些在脂质体说明书上都有明确的说明,按照说明书做就可以了。
jinghuanlv认为:
悬浮细胞和贴壁细胞转染还是有很大不同的。
脂质体转染的原理基于电荷吸引原理,先形成脂质体-DNA复合物,散布在细胞周围,然后通过细胞的内吞作用,将目的基因导入细胞内,而脂质体复合物与贴壁细胞的接触机会比悬浮细胞高出很多倍,所以,脂质体转染时悬浮细胞的转染效率要明显低于贴壁细胞。
我们实验室转染悬浮细胞是用的电穿孔法,目前为止,悬浮细胞转染的最好方法还是电转,我们实验室用的电转仪是Bio-Rad的,使用条件是电压250V,电容975uF,效果不错,不妨一用。
“转化”是指含外源基因的重组质粒(载体)将外源基因直接导入原核细胞(如细菌);
“转导”指通过重组病毒载体将外源基因导入真核细胞或原核细胞;
“转染”指重组质粒载体或游离核苷酸在脂质体等介导下进入真核细胞;
“感染”在基因转移实验中强调重组病毒载体入侵受体细胞的过程。
在使用这4 个名词时, 应仔细分析基因转移实验的四要素——转移物、载体、介导方法、受体细胞类型,而正确区 分载体和受体细胞类型是辨析的关键点。当载体是重组质粒时,如受体细胞是原核细胞应使 用“转化”,如受体细胞是真核细胞则使用“转染”;当载体是重组病毒时,如强调转移物进 入受体细胞应使用“转导”,如强调重组病毒载体进入受体细胞的过程则使用“感染”。
我刚开始做转染,悬浮细胞,分别做过表达和敲减,看了很多文献,大都没有提及转染后是用转染的这同一批细胞同时做pcr,wb,cck8,凋亡,细胞周期;还是说这次转染只做pcr或wb,再转染一次做cck8或细胞周期。剩下的功能试验均同前,转染一次做一次?我养的是悬浮细胞,转染后做cck8这些功能试验前需要离心换液吗?跪谢解答!
实验室一直都是用日常型质粒抽提试剂盒,转染细胞没问题。
我觉得只要是注意以下2点就可以了:
1,注意大肠杆菌(Escherichia coli)本身的污染,收集菌体沉淀时防止菌液散落,经常用75%的乙醇擦拭手套。
2,最后洗脱时最好使用无内毒素的水,我们是用注射用水的。
无论是小提还是大提我们都是用的日常型的,并没有刻意用转染级的,因为转染量大,去内毒素的操作太麻烦,损失太大。
本人研究生
悬浮细胞的转染方法:(以下内容转自生物帮资讯)
DXY721认为:
悬浮细胞和贴壁细胞在转染过程中差别不大,主要差别在于转染后的筛选,当然如果你做的是瞬时转染就不存在筛选的问题了。
其实转染的过程很简单,问题是能不能转的进去的,转染率能有多少,转进去是否可以稳定表达目的蛋白等等。
我们也是用脂质体做悬浮细胞的转染,说明书上都有具体的操作过程,将脂质体和目的基因按比例混合,然后加到细胞悬液里就OK了,说的简单,实际上还是有一些细节要注意的,比如脂质体和目的基因混合的比例,转染的细胞数,细胞的代数,细胞的状态,有的还要求在转染的前一天传代一次,不过不要怕,这些在脂质体说明书上都有明确的说明,按照说明书做就可以了。
jinghuanlv认为:
悬浮细胞和贴壁细胞转染还是有很大不同的。
脂质体转染的原理基于电荷吸引原理,先形成脂质体-DNA复合物,散布在细胞周围,然后通过细胞的内吞作用,将目的基因导入细胞内,而脂质体复合物与贴壁细胞的接触机会比悬浮细胞高出很多倍,所以,脂质体转染时悬浮细胞的转染效率要明显低于贴壁细胞。
我们实验室转染悬浮细胞是用的电穿孔法,目前为止,悬浮细胞转染的最好方法还是电转,我们实验室用的电转仪是Bio-Rad的,使用条件是电压250V,电容975uF,效果不错,不妨一用。
DXY721认为:
悬浮细胞和贴壁细胞在转染过程中差别不大,主要差别在于转染后的筛选,当然如果你做的是瞬时转染就不存在筛选的问题了。
其实转染的过程很简单,问题是能不能转的进去的,转染率能有多少,转进去是否可以稳定表达目的蛋白等等。
我们也是用脂质体做悬浮细胞的转染,说明书上都有具体的操作过程,将脂质体和目的基因按比例混合,然后加到细胞悬液里就OK了,说的简单,实际上还是有一些细节要注意的,比如脂质体和目的基因混合的比例,转染的细胞数,细胞的代数,细胞的状态,有的还要求在转染的前一天传代一次,不过不要怕,这些在脂质体说明书上都有明确的说明,按照说明书做就可以了。
jinghuanlv认为:
悬浮细胞和贴壁细胞转染还是有很大不同的。
脂质体转染的原理基于电荷吸引原理,先形成脂质体-DNA复合物,散布在细胞周围,然后通过细胞的内吞作用,将目的基因导入细胞内,而脂质体复合物与贴壁细胞的接触机会比悬浮细胞高出很多倍,所以,脂质体转染时悬浮细胞的转染效率要明显低于贴壁细胞。
我们实验室转染悬浮细胞是用的电穿孔法,目前为止,悬浮细胞转染的最好方法还是电转,我们实验室用的电转仪是Bio-Rad的,使用条件是电压250V,电容975uF,效果不错,不妨一用。

