StandardcloningforlargeinsertsandGibsonassemblyelectroporation
Clonelargeinsertsandtransformlargeplasmids-uptoatleast145kbplasmidDNA.- GeneratecloneswithinducIBLecopynumberusingCopyControl™vectors.
- Achievehightransformationefficiencies:>1×1010cfu/µgpUC19DNA.
- IncreaseGibsonAssembly®colonycountswithhigh-efficiencyelectroporation
FreeSampleAvailableApplications
- Generationofinduciblecopy-numberclonesusingtheCopyControl™CloningSystem.
TransforMax™EPI300™E.colicellslackthetonAgeneandareengineeredforusewithEpicentre'sCopyControl™CDNA,Gene,andPCRCloningKitandotherCopyControlCloningSystems*thatdonotrequirephageT1-resistantcells.ThecellscontainaninduciblemutanttrfAgenewhosegeneproductisrequiredforinitiationofreplicationfromtheoriVoriginofreplication,suchasthatinCopyControlpCC1™vectors.OnLBchloramphenicolplatesorinLBorSOCmediasupplementedwithchloramphenicol,CopyControlclonesgrowninTransforMaxEPI300E.colireplicateatsingle-copynumberfromtheF-factorrepliconbecauseexpressionofthetrfAgeneisrepressed.AdditionofCopyControlInductionSolutioninducesthecellstoexpressthetrfAgeneproductandinducestheirreplicationathigh-copynumberfromoriV(Fig.1).ReplicationfromoriVresultsinhigheryieldsandhigherpurityofclonedDNA. Benefits
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| Figure1.CopynumberofCopyControl™BACclonescanbeinduced10-to20-foldinTransforMax™EPI300™E.coli.TheyieldofBACDNAfromCopyControlBACclonesof110-145kbincreased>14-foldfollowingadditionofCopyControlInductionSolution.U=uninducedcells;I=inducedcells. |
Genotype
F-mcrAΔ(mrr-hsdRMS-mcrBC)Φ80dlacZΔM15ΔlacX74recA1endA1araD139Δ(ara,leu)7697galUgalKλ-rpsL(StrR)nupGtrfAdhfr
TransforMaxEPI300ElectrocompetentE.coli
- Transformationefficiencyof>1x1010cfu/µgofpUC19.
TransforMaxEPI300ChemicallyCompetentE.coli
- Transformationefficiencyof>5x108cfu/µgofpUC19.
*Coveredbyissuedand/orpendingpatents.
ORDERINFORMATION
1,000Xconcentratedsolution.Filtersterilized.ebiomall.com
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各位同仁大家好，最近在尝试利用CRISPR/cas9技术敲除基因，苦于手里头资源有限，只有lentiCRISPRv2以及相应的包装体系，没有pSpCas9(BB)-2A-Puro(PX459)V2.0，无奈公司货期较久，想立刻开展实验，不知哪位同仁有此质粒并愿意交换，不甚感激。
基因敲除技术的产生和发展建立在胚胎干细胞技术和同源重组技术成就的基础之上，自身发展的同时也促进了相关技术的进一步发展。流程大概是这样的：首先获得小鼠ES细胞系，测试ES细胞嵌合入受体囊胚的能力之后根据不同基因、不同目的设计并构建打靶载体，将打靶载体转入一定数目ES细胞中，然后鉴定出带有发生正确同源重组的突变中靶ES细胞。通过显微注射或者胚胎融合的方法将经过遗传修饰的ES细胞引入受体胚胎内。经过遗传修饰的ES细胞可以发育为嵌合体动物的生殖细胞，是的经过修饰的遗传信息经生殖系遗传，从而得到带有修饰基因的突变小鼠，而后可以对其进行表型分析。
目前，在ES细胞中进行同源重组已经成为一种研究特定基因甚至基因的特定结构域和对小鼠染色体组上任意位点进行遗传修饰的常规技术。1997年通过基因打靶获得的突变小鼠就已经超过千种，近年来随着基因敲除技术的不断进步，尤其是DNA重组技术和小鼠基因组测序的完成，使得建立基因敲除小鼠的周期大大减少，使基因敲除小鼠数目大大增加。各国也都建立了突变体小鼠及转基因小鼠的数据库。
06年8月七日，美国国立卫生研究院宣布将投巨资启动敲除小鼠基因组计划，目的是建立一个完善、免费的小鼠基因组突变基因数据库，研究人员可以利用基因敲除小鼠研发能为治疗癌症、心脏病、神经退行性疾病、糖尿病等人类遗传疾病提供更为优秀的动物模型。展开
技术
近日，中国科学家利用基因编辑技术——CRISPR/Cas9，对抑制狗骨骼肌生长的基因（MSTN）进行了敲除，培育出两只肌肉发达的“大力神”狗，成功构建了世界首个基因敲除狗模型。
科研人员所使用的“基因编辑技术”，顾名思义，能够让人类对目标基因进行“编辑”，实现对特定DNA片段的敲除、加入等。而CRISPR/Cas9技术自问世以来，就有着其它基因编辑技术无可比拟的优势，技术不断改进后，更被认为能够在活细胞中最有效、最便捷地“编辑”任何基因。
一、与诺奖“擦肩而过”的CRISPR/Cas9技术
这不是CRISPR/Cas9这项明星技术第一次得到人们的关注。在此之前，有着“豪华版”诺奖之称的“2015年度生命科学突破奖”颁发给了发现基因组编辑工具“CRISPR/Cas9”的两位美女科学家——珍妮弗？杜德娜和艾曼纽？夏邦杰。二人更是获得了2015年度化学领域的引文桂冠奖——素有诺奖“风向标”之称，曾被认为是今年诺贝尔化学奖的最有力竞争者。
那CRISPR/Cas9到底是一项什么技术，为何能够获得如此这般青睐，又何以在短短两三年时间内，发展成为生物学领域最炙手可热的研究工具之一，并有近700篇相关论文发表？它将来又会如何影响到我们的生活？
CRISPR/Cas9是继“锌指核酸内切酶（ZFN）”、“类转录激活因子效应物核酸酶（TALEN）”之后出现的第三代“基因组定点编辑技术”。与前两代技术相比，其成本低、制作简便、快捷高效的优点，让它迅速风靡于世界各地的实验室，成为科研、医疗等领域的有效工具。
二、CRISPR/Cas系统的灵感来源
CRISPR/Cas9技术的灵感来源于细菌的一种获得性免疫系统。与哺乳动物的二次免疫应答类似，细菌在抵抗病毒或外源质粒入侵时，会产生相应的“记忆”，来抵抗该种外源遗传物质的再次入侵，而这种获得性免疫正是由细菌的CRISPR/Cas系统实现的。
在细菌的基因组上，存在着串联间隔排列的“重复序列”，这些重复序列相对保守，我们称之为CRISPR序列（Clustered Regularly Interspersed Short Palindromic Repeats—成簇的规律间隔的短回文重复序列）。
1、“记录”入侵者档案
其中的“间隔序列”来源于病毒或外源质粒的一小段DNA，是细菌对这些外来入侵者的“记录”。（如图A所示）。
图1 CRISPR序列示意图
其中，菱形框表示高度可变的间隔序列，正方形表示相对保守的重复序列
病毒或外源质粒上，存在“原间隔序列”，“间隔序列”正是与它们互相对应。“原间隔序列”的选取并不是随机的，这些原间隔序列的两端向外延伸的几个碱基往往都很保守，我们称为PAM（Protospacer adjacent motifs-原间隔序列临近基序）。
当病毒或外源质粒DNA首次入侵到细菌体内时，细菌会对外源DNA潜在的PAM序列进行扫描识别，将临近PAM的序列作为候选的“原间隔序列”，将其整合到细菌基因组上CRISPR序列中的两个“重复序列”之间。这就是“间隔序列”产生的过程。
2、打击二次入侵者
当外源质粒或病毒再次入侵宿主菌时，会诱导CRISPR序列的表达。同时，在CRISPR序列附近还有一组保守的蛋白编码基因，称为Cas基因。CRISPR序列的转录产物CRISPR RNA和Cas基因的表达产物等一起合作，通过对PAM序列的识别，以及“间隔序列”与外源DNA的碱基互补配对，来找到外源DNA上的靶序列，并对其切割，降解外源DNA。这也就实现了对病毒或外源质粒再次入侵的免疫应答。
正是基于细菌的这种后天免疫防御机制，CRISPR/Cas9技术应运而生，从而使科学家们利用RNA引导Cas9核酸酶实现对多种细胞基因组的特定位点进行修饰。
三、CRISPR/Cas9技术的实现需要什么？
在CRISPR/Cas9技术中，我们把即将被编辑的细胞基因组DNA看作病毒或外源DNA。基因编辑的实现只需要两个工具——向导RNA（guide RNA， gRNA）和Cas9蛋白。
其中，向导RNA的设计并不是随机的，待编辑的区域附近需要存在相对保守的PAM序列（即三碱基序列NGG，其中N可以是任意碱基），而且向导RNA要与PAM上游的序列碱基互补配对。以基因敲除为例，如图3所示，在待敲除基因的上下游各设计一条向导RNA（向导RNA1，向导RNA2），将其与含有Cas9蛋白编码基因的质粒一同转入细胞中，向导RNA通过碱基互补配对可以靶向PAM附近的目标序列，Cas9蛋白会使该基因上下游的DNA双链断裂。
对于DNA双链的断裂这一生物事件，生物体自身存在着DNA损伤修复的应答机制，会将断裂上下游
昨日，NatureMethods上发表的一篇论文指出：CRISPR-Cas9基因编辑技术导致数百种意料之外的脱靶突变，该论文在业界引发了不小的轰动，也使该技术遭到了质疑。
众所周知，CRISPR-Cas9基因编辑技术凭借其简易、高效和多样化的特点，目前被越来越多的人认为是癌症的“控制中心”，可以用来修复导致失明的基因突变、治疗生物的遗传疾病、甚至通过编辑人类胚胎基因来找出导致不孕和流产的原因。
蛋白质数据库中编号为5AXW的金黄色葡萄球菌的Cas9蛋白晶状结构
然而，昨日发表的论文联合作者、哥伦比亚大学医学中心的StephenTsang博士说，“我们一致认为，CRISPR引起的偏靶突变这一发现具有非常严重的潜在危害，其中包括单核苷酸突变和基因组非编码区域的突变。”
在这项研究中，研究人员对课题组此前获得的进行过CRISPR基因编辑的小鼠进行了全基因组测序，并进行了健康程度比对。
他们发现：CRISPR基因编辑技术确实成功修复了小鼠体内导致失明的基因，但通过全基因组测序后发现小鼠体内有超过1500个单核苷酸发生突变，并且有100个以上的位点发生发生了大片段的缺失和插入。
同时，Tsang研究团队的报告指出：上述这些突变无一通过计算机设置的算法预测到。
NatureMethod论文中的部分关键实验结果统计
StephenTsang博士进一步说道，“研究人员一般并不会使用全基因组测序手段去检测脱靶效应导致的基因突变位点，并且可能忽视了潜在的重要突变位点，因为即便是单碱基突变也有可能造成较大的影响。我们希望，这一研究结果能够鼓励其他人使用全基因组测序作为确定CRISPR技术所有脱靶效应的方法，从而达到更安全、更精准的基因编辑”。
当谈及对于CRISPR技术用于疾病治疗的前景，该研究的共同通讯作者VinitMahajan博士说：“虽然我们依然对CRISPR持乐观态度。但作为医生，我们知道，每一种新疗法都有一些潜在的副作用，我们需要知道这些副作用是什么。”
参考资料：https://www.sciencealert.com/turns-out-crispr-gene-editing-can-cause-hundreds-of-unexpected-mutations
https://eurekalert.org/pub_releases/2017-05/cumc-cge052617.php
https://phys.org/news/2017-05-crispr-gene-hundreds-unintended-mutations.html
https://phys.org/news/2017-04-accurate-dna-method.html
http://www.nature.com/nature/journal/v520/n7546/full/nature14299.html
科学家发现，细菌在遭遇噬菌体等病毒侵染之后，可以获得其部分DNA（脱氧核糖核酸）片段并整合进基因组形成记忆，当再次遭到入侵时，转录出相应的RNA（核糖核酸），利用其中的“定位信息”引导Cas蛋白复合物定位和切割、彻底地摧毁入侵病毒的DNA。CRISPR／Cas9技术就是利用这一原理，用一种定制的RNA引导Cas，对预设DNA位点进行切割，造成DNA断裂，启动细胞内基因组修复机制，实现基因敲除、特异突变的修复或引入和定点转基因等。
也因此，CRISPR/Cas9技术当仁不让的成为基因编辑技术的“王牌”，大有一副取而代之的势头。
从2011年科学家实现TALEN技术，2013年科学家实现CRISPR/Cas9技术，这些技术的迅速成熟都给基础生物学研究、临床医学研究提供了更为方便和快捷的分子生物学工具。技术进步必将在未来给科学研究及基因治疗研究带来更为广泛的发力！这在2014年以来的频频出现的Cas9技术在各个领域的应用进展中可以清晰看到。欢迎感兴趣的朋友联系我交流这些方面的进展。
关于这些技术的具体原理和操作细节，请查看我之前的帖子附件详细介绍，TALEN，CRISPER/Cas9技术做基因敲除技术资料-蚂蚁淘论坛。不清楚的请联系我咨询。此贴主要谈一谈在用这些技术进行癌细胞株阳性细胞克隆筛选的过程中，如何进行阳性克隆筛选，为初次接触这些新技术的研究者提供一些参考意见。
一般CRISPER-Cas9质粒转染后，采用有限稀释法接种到96孔板中长克隆，待到单个细胞长到几百到1000个细胞左右时，显微镜下仔细观察每一个孔的细胞，若发现非单克隆的细胞需要将其标注出来剔除筛选之外。传两代后，取出单个克隆的一部分细胞提取基因组DNA。
分析敲除位点的上下游序列，设计合适的引物，并从提取的基因组中扩出目的片段，然后选择部分阳性克隆进行PCR产物或做T载克隆送测序进行最终确认。
目前推崇的各种识别错配碱基的酶切鉴定方法及Surveyorassay试剂盒由于假阳性过高及过于昂贵，一般实验室我们不建议使用。少数试剂酶公司对于酶的推荐有利益因素驱动，希望各位战友注意甄别，土豪请忽略。(*^__^*)
运用CRISPER-Cas9技术进行癌细胞系的基因敲除，我们的经验是若设计的CRISPER-Cas9载体表达水平够高，敲除效率够高，此步骤多数时候可以直接省略。
详细的Protocol这里给出sigma最早ZFN的protocol，请查阅附件。这份protocol很经典，各位战友可以参考认真阅读一下。其他注意点如下，供参考。欢迎战友们补充。
建议一三事：(土豪别忽略)
1.土豪购买Surveyorassay的kit链接:
http://world.transgenomic.com/diagnostic-tools/genetic-analysis-kits/surveyor-mutation-detection-kits
2.转染的时候就按照转染试剂推荐的DNA用量转染就可以。目前有Cas9和gRNA分别在两个不同的载体上的，也有在同一个载体上的，两个载体上的那套体系，建议转染时质粒DNA用量摩尔比例1：1。
3.设计上下游引物时，PCR产物的大小最好是四五百bp长比较合适，gRNA的targeting位点并不需要正好在PCR产物的中间。
4.做surveyorassay时用的PCRmix我们就是用的Sigma的JumpStartReadyMix，这个是热启动的Taq酶，mix里面没有DNA染料，可以直接用于surveyorassay。
5.分完96孔板之后大概一个星期能长出大小比较合适的单克隆，因为分细胞的时候不能保证完全均匀，有的孔里可能会长出2个或更多细胞克隆，所以需要在显微镜下把有多个克隆的孔剔除掉。我们习惯将96孔板里的单克隆消化下来再转到一个新的96孔板里，长满之后1/4-1/5再传代，剩下的细胞裂解之后提基因组DNA做surveyorassay。挑克隆鉴定的工作量比较大。
6.5中的两次传代目的是为了去除掉细胞培养基及细胞内的参与相关CRISPER-Cas9载体，以免形成二次切割，所获得的克隆不纯。建议最好要做这样一部操作。
7.更多详细的实验细节操作，欢迎联系我咨询或仔细阅读附件中的文件。
此贴若对您实验有帮助，记得常回来踩踩，道声感谢，给个力赞、怒赞啥的，鄙人不图其他，图个能帮助到更多的蚂蚁淘的战友们。也欢迎跟帖提问。我不定期回答大家的疑问。欢迎分享、转发、收藏给您的好友、同事、同学及***等。好东西请别自己独自藏着掖着。
预祝您实验顺利！
这个部分的PS也很重要，希望能够引起，特别是土豪们的注意。那就是关于癌细胞株用来从事科学研究之我见，供参考。欢迎战友们补充。土豪我们做朋友吧。嘻嘻！
PS一三事：（土豪请重视）
1.在癌细胞系上做基因敲除，科学家有此想法由来已久。HGP后，科学家能够读取基因信息，RNAi现象的发现被很快开发并运用到基因的敲低工作中来，虽然不能达到彻底敲除的目的，但至少在那个时代，在各方面数据及对照做足的情况下，给科学进步确实带来了很大帮助。
2.做过癌细胞株染色体相关的工作的科学家一定看过或者一定知道癌基因组的Variety是非常大的，很多时候对门实验室养的Hela细胞或者293T细胞和自己养的情况都不一定一样。染色体的各种缺失、多拷贝、异位、反转等等情况时有发现及发生，也不断在癌化当中。
3.针对2中的考虑，如果我们所研究的基因恰恰与癌细胞株的种种变异相关上，在此癌细胞株上做基因敲除就会有各种风险，土豪们需要额外注意选择一个合适的细胞系可能很关键。
4.所感兴趣基因的功能对于癌细胞本身的生长等是否会造成影响，这点的风险其实对于做基因敲除来讲也是存在的，虽然一般不会有大的影响。
5.根据我们的经验，至少CRISPER-Cas9技术基因敲除细胞系获得杂合子敲除（包含三整倍数aa的缺失或插入）阳性细胞克隆的获得概率约为10%；纯合子获得概率约为30%。不同基因情况不同，数据仅供参考，有时或高或低。
6.如果一次很难获得基因敲除纯合子的癌细胞克隆，癌细胞无法实现小鼠繁育类似的杂合子间交配获得纯合子，只能再次转染筛选。
7.不管是癌细胞培养还是RNAi技术（主要指shRNA），都是在一定的特殊历史时期或者科学家经费有限情况下的特殊时期的“无奈”选择。那个年代获得基因修饰动物及饲养动物成本要肯定远远比培养细胞高多了。
8.RNAi技术所在的一个特殊历史阶段，科学家无法很快及较低成本做到细胞系或小鼠个体水皮上的彻底敲除，只能退而求其次，实现在细胞或小鼠上敲低，再辅以其他数据与严格对着呼应。
9.如果土豪您有能力，请告诉我们您的心声，截止2014年获得CRISPER-Cas9基因敲除、基因敲入、基因条件性敲除、多基因、基因大片段（如两个，三个、甚至更多）敲除的小鼠获得的周期及成本越来越低。
10.动物水平实验研究的意义要远远超过细胞株实验的意义，这点自不必说。但细胞株实验的较高通量来筛选候选基因也有其固有的优势。
11.从整个细胞株建系周期及成本上看，和基因敲除动物相比，彼此彼此，没有绝对的优势。
CRISPER-Cas9技术筛选基因敲除细胞系阳性克隆Protocol-上海南方模式生物研究中心.pdf(310.12k)
CompoZrCustomZincFingerNuclease(ZFN)TechnicalBulletin-GenomeEditingProtocol.pdf(817.12k)
2月16日，美国专利及商标局传来重磅消息——该部门宣布，隶属于哈佛大学与麻省理工学院的Broad研究所继续保有2014年获批的CRISPR-Cas9应用专利，也让这项**性基因编辑工具的专利之争大体尘埃落定。
▲三行文字，决定了这项专利的归属（图片来源：STAT）
毫无疑问，CRISPR-Cas9基因编辑系统是本世纪最为重要的生物发现之一。2015年，《科学》将它评为年度突破；助力这项技术诞生的科学家们也先后获得了有“科学界奥斯卡”之称的“突破奖”（BreakthroughPrize），在分子生物学界影响深远的“格鲁伯遗传学奖”（GruberGeneticsPrize），以及表彰重大生物医学突破的“沃伦·阿尔珀特奖”（WarrenAlpertPrize）。
CRISPR-Cas9基因编辑系统能取得今天的成功，绝非一名科学家的功劳。2012年，JenniferDoudna教授与EmmanuelleCharpentier教授在《科学》杂志上发表文章，确认CRISPR-Cas9系统在体外实验中能“定点”对DNA进行切割。两个月后，VirginijusSiksnys教授在《PNAS》杂志上发表了类似的研究。这些论文表明CRISPR-Cas9系统作为基因编辑工具的巨大潜力。
2013年，张锋教授的研究团队在《科学》杂志上发表了一篇重磅研究：他们首次在哺乳动物内应用了CRISPR-Cas9系统，并确认它能在几周内建立起小鼠的疾病模型。此外，张锋教授的团队也首次在人体细胞内成功地用CRISPR-Cas9系统完成了基因编辑。
▲张锋教授团队率先在哺乳动物细胞中应用了CRISPR-Cas9技术（图片来源：STAT）
科学突破需要群策群力，专利申请却并非如此。2012年，加州大学伯克利分校与Broad研究所/麻省理工学院先后向美国专利及商标局递交了CRISPR应用的专利申请。2014年4月，美国专利及商标局为后者率先颁发了专利，而前者的申请至今未得到批准。加州大学伯克利分校认为，Doudna教授与Charpentier教授等人的研究在CRISPR的应用中起到了奠基性的作用，因此Broad研究所获得的专利值得商榷。2016年1月，美国专利及商标局展开了进一步的调查，并于今日做出判决——三名法官认为“nointerferenceinfact”。
业内媒体STAT在一则报道中指出，这短短的四个单词，意味着Broad研究所在2014年获得的关键性CRISPR专利，与加州大学递交的专利申请有足够多的不同。
▲CRISPR相关专利申请一览
“我们递交的专利并非首个与CRISPR应用相关的专利，但它们是首批描述这一发明用于哺乳动物基因组编辑的专利。”Broad研究所在今天发布的一份声明中提到。
值得一提的是，今日的专利判决并不会影响CRISPR-Cas9系统在科学界的应用。作为一家非营利性科研机构，Broad研究所乐于将突破性的发现分享给全球科学界，造福人类健康。因此，Broad研究所也将继续与Addgene（非营利性质粒库）合作，分享这一重要研究工具。自2013年以来，全球59个国家的2000多家研究所已经从Addgene处获得了37000多个与CRISPR-Cas9相关的质粒与试剂。此外，Broad研究所也在今日发表的声明中宣布，将继续为业界的合作伙伴们提供相关研发工具。
张锋博士是麻省理工学院历史上最年轻的华人终身教授。去年，张锋教授作为“下一代领袖”（NextGenerationLeaders）之一，登上了《时代周刊》亚洲版的封面。在报道中，《时代周刊》认为他的工作给CRISPR-Cas9系统带来了巨大变革，让科学家们能够完成先前不敢设想的工作。如今，我们有望能清除每一个受感染细胞中的艾滋病病毒，或是治疗镰刀状红细胞贫血症等经典的遗传疾病。甚至，科学家们已经畅想利用它来攻克癌症的可能。此外，它也能在植物的基因组中得到应用。这能带来全新的生物能源，或带来性状更稳定的作物。
我们期待看到CRISPR-Cas9带来更多有望造福人类的应用！
参考资料：
[1]FORJOURNALISTS:STATEMENTANDBACKGROUNDONTHECRISPRPATENTINTERFERENCEPROCESS
[2]BroadInstituteprevailsinheateddisputeoverCRISPRpatents
[3]张锋教授登上《时代周刊》封面：编辑基因组的下一代领袖
1、过表达目的蛋白，用以检测基因表型；
2、荧光标签标记目的蛋白，用以跟踪其细胞 定位；
3、引入野生型等位基因。
是的，确切来说是大量表达。 大肠杆菌是基因重组技术中常用的细菌，将外源目的基因(如人胰岛素基因)导入大肠杆菌后可在大肠杆菌内表达目的蛋白(如胰岛素)，由于细菌繁殖速度快，通过发酵便可在短时间内获得大量胰岛素，再经多步分离、纯化便得到了药用胰岛素。
流程大概是这样的：首先获得小鼠ES细胞系，测试ES细胞嵌合入受体囊胚的能力之后根据不同基因、不同目的设计并构建打靶载体，将打靶载体转入一定数目ES细胞中，然后鉴定出带有发生正确同源重组的突变中靶ES细胞。通过显微注射或者胚胎融合的方法将经过遗传修饰的ES细胞引入受体胚胎内。经过遗传修饰的ES细胞可以发育为嵌合体动物的生殖细胞，是的经过修饰的遗传信息经生殖系遗传，从而得到带有修饰基因的突变小鼠，而后可以对其进行表型分析。
