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제품특징
□ 특징
● Streamlined method : genome editing 이후, 다양한 Indel sequence 확인
● CRISPR/Cas9 뿐만 아니라 TALENs, ZFNs 이후 Indel identification에사용 가능
● Ultrafast protocol : Cell direct PCR과 In-Fusion Cloning을 조합한 빠른 프로토콜
● Complete kit : target 의 증폭, 복제, sequencing용 샘플 제작에 필요한 모든 시약 포함
□ 제품설명
Guide-it IndelIdentification Kit는 genome editing (CRISPR/Cas9,TALENs, ZFNs) 이후 얻어진Indel (Insertions and deletions)의다양성을 확인하는 데 최적화된 제품이다. 본 제품은 DNA 서열분석을 위한 target site의 amplify, clone,sequencing용 샘플 조제를 위한 모든 제품과 프로토콜을 구비하고 있어 신속하고 신뢰성 높은 결과를 얻을 수 있다. Terra PCR Direct polymerase를 사용하므로 DNA 추출, 정제 없이 crude cell lysate로부터 genomic DNA fragment를 증폭할 수 있으며, 증폭산물은 In-Fusion Cloning 방법을 이용하여 pre-linearizedpUC19에 바로 cloning 할 수 있다. 이후제품 내에 포함된 Stellar Competent Cell에transformation 이후 생성된 Colony는colony PCR 하여 target region을 증폭한 후 시퀀싱하여 Indel 서열을 분석할 수 있다 (그림 1, 그림 2).
그림1. The Guide-it Indel Identification Kit provides a complete workflow foridentifying the variety of insertions and deletions (indels) introduced bynuclease-based genome editing. The protocol uses direct PCR to amplify a genomic DNA fragment (~500 to 700 bp) containing thetarget site directly from crude cell lysates (step 1). The resulting amplifiedfragments contain a pool of edited target sites from individual cells. ThesePCR products are cloned directly into a pre-linearized pUC19 vector using theIn-Fusion cloning system (step 2).After transformation of an optimized E.coli strain, colony PCR is used to amplify the target site from the plasmid(step 3). DNA sequencing is then used to identify the different indelsgenerated at the targeted genomic site (step 4).
그림2. Identification of insertions and deletions (indels) in the CD81 gene afterCRISPR/Cas9 targeting. HeLa cells were transfectedwith plasmids encoding Cas9 and an sgRNA targeting the CD81 gene. The Guide-itIndel Identification Kit was used to prepare CD81 target sites for DNA sequenceanalysis. The sequencing data from six clones was aligned with the wild-typesequence, revealing a broad range of indels in the CD81 gene.
□ 적용
● Detecting insertions and deletions introduced in mammalian genomic DNA
● Characterizing the variety of indels that are present in a cell population after nuclease-based gene editing
□ 구성품
● Guide-it Indel Identification Components
● 110μl Terra PCR Direct Polymerase Mix
● 3x 1 ml 2X Terra PCR Direct Buffer (with Mg2+, dNTP)
● 400μl Extraction Buffer 1
● 40 μl ExtractionBuffer 2
● 10 μl pUC19Cloning Vector, linearized (50 ng/μl)
● 200 μl ColonyPCR Forward Primer (15 μM)
● 200 μl ColonyPCR Reverse Primer (15 μM)
● 6x 1 ml PCR-Grade Water
● In-Fusion HD Cloning Kit
● NucleoSpin Gel and PCR Clean-Up Kit
● Stellar Competent Cells
□ 보존
Guide-it Indel Identification | -20℃ |
In-Fusion HD Cloning Kit | -20℃ |
NucleoSpin Gel and PCR Clean-up | 실온 |
Stellar Competent Cells:-70℃ | -70℃ |
그 외 구성품 | -20℃ |
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同一温度下，首先通过M-MLV反转录酶产生靶标核酸（RNA）的一个双链DNA拷贝，然后利用T7RNA多聚酶从该DNA拷贝上产生多个（100～1000个）RNA拷贝；每一个RNA拷贝再从反转录开始进入下一个扩增循环；还可以加入荧光探针（分子信标），带有荧光标记的探针和这些RNA拷贝特异结合，产生荧光。该荧光信号可由实时荧光PCR仪实时捕获，直观反映扩增循环情况。
SAT检测技术的优势
→先进的恒温扩增技术
核酸扩增在一个温度下进行（42℃），无需热循环。
→领先的RNA检测技术
SAT技术直接以病原体特异性RNA为扩增靶标，以扩增产物RNA为检测靶标，在实际应用中更显优势意义。
→更高的检测灵敏度和准确性
SAT技术的扩增效率极高，15～30分钟即可将模板扩增109倍，检测灵敏度和准确性远高于其他核酸检测技术。扩增时间短，效率高。
→有效减少假阴性结果
SAT技术采用M-MLV逆转录酶和T7RNA多聚酶进行核酸扩增，相对于其它核酸扩增技术，反应抑制物更少，有效减少假阴性结果。
→有效的解决了扩增产物的污染问题
由于扩增产物为RNA，环境中极易降解，从而大幅度提高检测结果的可靠性。
→大大降低了核酸扩增实验室的要求
1．目的
学会PCR操作的基本技术。
2．原理
是将待扩增的DNA模板加热变性，与其两侧互补的寡聚核苷酸引物复性，然后经过耐热的DNA聚合酶延伸。再进入下一轮变性—复性—延伸的循环，n次循环后DNA可被扩增（1+X）n倍。其中<25nt的引物退火温度Tm=2（A+T）+4（G+C）。
3．器材
旋涡混合器，微量移液取样器，移液器吸头，0.2mlPCR微量管，双面微量离心管架，PCR仪，台式离心机，琼脂糖凝胶电泳系统，水漂，恒温水浴。
4．试剂
5U/μlTaqDNA聚合酶，PCR缓冲液（10×，MgCl2free），25mMMgCl2，dNTP，引物，模板质粒pBS-CHI，无菌ddH2O。
5．实验准备
dNTP混合液（每种25mM），TAE电泳缓冲液，荧光染料，10´加样缓冲液，1.5ml离心管装入铝制饭盒（灭菌）、移液器吸头装入相应的吸头盒（灭菌）。合成的引物：Senseprimer5＇-GGATCCACAATGATGAGAGCC-３＇
Antisenseprimer５＇-GATATCATGGTGAGGTAGCTAGCTT-３＇
目的基因模板质粒：已经克隆在pBS载体上的1128bp几丁质酶（chitinase，CHI）基因。
待扩增的CHI片段长度：996bp。
6．操作步骤
（1）在0.2mlPCR微量离心管中配制50μl反应体系。（以下加样量供参考，括号内是最终需要量，实验时需参照Taq酶说明书计算）
ddH2O32μl
10×PCRbuffer（不含MgCl2）5μl
25mMMgCl23μl
2.5mmol/LdNTP4μl（每种dNTP终浓度0.2mM）
10μmol/LPrimer12μl（12.5~25pmoles）
10μmol/Lprimer22μl（12.5~25pmoles）
模板质粒1μl（1×10-3pmoles）
5U/μlTaq酶1μl（5U）
总体积50μl
（2）根据厂商的操作手册设置PCR仪的循环程序：
①94℃5min
②94℃1min
③54℃1min
④72℃1min50s
⑤goto②29times
⑥72℃10min
（3）PCR结束后，取10μl产物进行琼脂糖凝胶电泳。观察胶上是否有预计的主要产物带。
（4）清理桌面，撰写实验报告。
（5）PCR产物可以直接与T载体连接（见实验五），然后转化感受态细胞（见实验八）。
7．思考
（1）复性温度如何确定？
（2）为什么要在最后延伸10min？
（3）是否有非特异性扩增产物（或引物二聚体），如何才能消除？
更多资讯请关注于http://www.chinazglab.com/
我做的是用锁式探针来检测dna模板的ram，探针80base，其中杂交区40base，引物分别为16、18base，连接酶选取的T4 ligase和Taq DNA ligase两种，分别对应恒温和变温情况下的扩增。水解体系为EXO I和Exo Ⅲ的混合体系，参考的外文文献，应该没什么问题。聚合酶用的是Bst DNA大片段聚合酶。
一开始选择的探针浓度为200pmol/L，扩增效果挺好，当时用的DNA模板是质粒阳性标准品，但是后来在做敏感性的时候发现条带梯度差异几乎没有，而且阴性也出带，后来就没法做敏感性和特异性验证了，实验停滞了2个月一直也没进展。
按理说RAM借助锁式探针扩增的独特方式以及水解体系的存在可以有效防止污染才对，希望大家给点建议该如何解决。
万分感谢！！！！！！！！！！
附一张以前做敏感性的图（marker为2000的DNA ladder）以做参考
今天发现，我在核酸技术区开辟的“DIG/Biotin标记的Southern/Northern杂交专题讨论”4个月，今天回帖数破100，点击达1500多次。能和大家一起分享和交流，并且得到共同提高，心情很是愉快。
所以想借PCR技术区的宝地，新开辟“环介导等温扩增技术(Loop-MediatedIsothermalAmplification,LAMP)专题讨论”。我做LAMP一年多了，有些经验。而最近，和我谈起LAMP的朋友明显增多。所以在这方面大家有什么心得、体会、资料和实验困难，希望能一起交流讨论。谢谢支持！
(2)操作多份样品时，应先配制反应混合液并分装，减少操作，避免污染，同时增加反应的精确度。试剂的配置和分装应在装有紫外灯的超净工作台或负压工作台操作。
(3)移液器和吸头需专用。由于移液器极易受气溶胶或模板核酸的污染，移液器应尽可能使用可替换或可高压处理的，吸头尽可能使用带滤芯的吸头。
(4)防止操作人员污染，使用一次性手套，EP管与吸头应一次性使用，吸头不要长时间暴露于空气中，避免气溶胶的污染。
(5)加样或吸取模板核酸时要十分小心，吸样要缓慢，防止样品进入移液器内；吸样时尽量一次性完成，忌多次抽吸，以免交叉污染或产生气溶胶污染。
(6)EP管打开应先离心，将管壁及管盖上的液体甩至管底部。开管动作要轻，以防管内液体溅出。若不小心溅到手套或桌面上，应立刻更换手套并用稀酸擦拭桌面。
(7)模板核酸应密封保存，防止外溢及外来核酸的进入。
(8)设立适当的阴阳性对照及重复实验，既可验证LAMP反应的准确性，又可以协助判断扩增系统的可信性。
(9)扩增产物应妥善处理，尽量避免开盖检测，开盖极易产生气溶胶污染。本公司的试剂均采用闭管检测，有效防止污染发生。展开
