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PCR技术中扩增的是两引物之间的核苷酸序列，意思是采用该技术，可以大量扩增引物之间的序列，一般情况下，我们需要大量的某一基因的片段时，我们在基因的两端分别设计引物（一段一条），然后在体外，采用PCR的方法，用引物进行体外DNA复制，从而大量合成引物之间的基因。

PCR即聚合酶链式反应是一种用于放大扩增特定的DNA片段的分子生物学技术，它可看作是生物体外的特殊DNA复制，PCR的最大特点，是能将微量的DNA大幅增加。

其原理为：
DNA的半保留复制是生物进化和传代的重要途径。双链DNA在多种酶的作用下可以变性解旋成单链，在DNA聚合酶的参与下，根据碱基互补配对原则复制成同样的两分子拷贝。在实验中发现，DNA在高温时也可以发生变性解链，当温度降低后又可以复性成为双链。因此，通过温度变化控制DNA的变性和复性，加入设计引物，DNA聚合酶、dNTP就可以完成特定基因的体外复制。

但是，DNA聚合酶在高温时会失活，因此，每次循环都得加入新的DNA聚合酶，不仅操作烦琐，而且价格昂贵，制约了PCR技术的应用和发展。

耐热DNA聚合酶--Taq酶的发现对于PCR的应用有里程碑的意义，该酶可以耐受90℃以上的高温而不失活，不需要每个循环加酶，使PCR技术变得非常简捷、同时也大大降低了成本，PCR技术得以大量应用，并逐步应用于临床。

PCR技术的基本原理类似于DNA的天然复制过程，其特异性依赖于与靶序列两端互补的寡核苷酸引物。PCR由变性--退火--延伸三个基本反应步骤构成：①模板DNA的变性：模板DNA经加热至93℃左右一定时间后，使模板DNA双链或经PCR扩增形成的双链DNA解离，使之成为单链，以便它与引物结合，为下轮反应作准备；②模板DNA与引物的退火（复性）：模板DNA经加热变性成单链后，温度降至55℃左右，引物与模板DNA单链的互补序列配对结合；③引物的延伸：DNA模板--引物结合物在72℃、DNA聚合酶（如TaqDNA聚合酶）的作用下，以dNTP为反应原料，靶序列为模板，按碱基互补配对与半保留复制原理，合成一条新的与模板DNA链互补的半保留复制链，重复循环变性--退火--延伸三过程就可获得更多的“半保留复制链”，而且这种新链又可成为下次循环的模板。每完成一个循环需2～4分钟，2～3小时就能将待扩目的基因扩增放大几百万倍。

如果你做的事荧光定量PCR，其引物和一般引物在构成上是没有什么区别的，只是要更加注意引物二聚体、PCR产物大小等问题。染料法不需要其他东西，探针法还需要taqman探针，这个探针的设计是比较有讲究的，并且上面有荧光集团和猝灭基团。具体设计，一般使用相关软件进行。

各位大侠，本人纯属门外汉，领导安排了任务要设计新的PCR引物或者探针的检验方法，由于本人专业不是很对口，所以希望各位可以给点意见或者具体的方法,感激不尽！！！

（转载，仅供参考）
a)针对双标记探针的引物和探针设计的规则

所选序列应该高度特异。应该选择具有最小二级结构的扩增子。这是很重要的，因为二级结构会影响反应效率。在任何实时应用中期望获得100%的扩增反应效率，这意味着每次循环中，体系内的扩增子都有两倍的增加。如果二级结构在热力学上比寡聚目的基因更稳定，那目的基因的杂交将会失败。二级结构还会阻碍酶的扩增。如果扩增子的二级结构不能避免，则引物的退火温度要相应提高。在整个过程中，我们要进行BLAST和类似的分析，以确保特异性。

通用原则
1，先选择好探针，然后设计引物使其尽可能的靠近于探针。
2，扩增子的长度应不超过400bp，理想的最好能在100－150bp内，扩增片断约短，有效的扩增反应就越容易获得。较短的扩增片断也容易保证分析的一致性
3，保持GC含量在20％和80％之间，GC富含区容易产生非特异反应，从而会导致扩增效率的降低，及在SG分析中非特异信号。
4，为了保证效率和重复性，应避免重复的核苷酸序列，尤其是G（不能有4个连续的G）
5，将引物和探针互相进行配对检测，以避免二聚体和发卡结构的形成。

b），探针设计指导
1，在设计引物之前设计探针
2，探针的Tm值应在68－70℃之间，如果是目测探针，则要仔细审查GC富含区。
3，探针的5’端要避免有鸟氨酸，5’G会有淬灭作用，即使被切割下来这种淬灭作用也还会存在
4，选择C多于G的链作探针，G的含量多于C会降低反应效率，这时就应选择配对的另一条链作为探针。
6，探针应尽可能的短，不要超过30个bp。
7，检测探针的DNA折叠和二级结构。

c), 引物设计指导
1，引物的Tm值应在58－60℃之间，这非常重要，因为我们的试验一般都使用退火温度为60℃，在这个温度下，5’核酸外切酶的活性最高。
2，引物末端（最后5个核苷酸）不能有超过2个的G和C。
3，将引物尽量接近于探针

d循环参数
当引物和探针按照上述原则设计好后，循环的参数也就确定了，当经过起始的变性温度后(根据Tag酶要求设定)，反应要经过95℃，15－20秒，60℃60秒，对于一些模板，45秒也足够了。数据在退火时检测。

e)怎么优化探针和引物的浓度
对于双探针反应，通过选择探针和引物的浓度来优化反应结果，，能获得最低的CT值，以及相对于背景来说荧光值有最高的增长。

引物浓度应该在50nM -900nM 范围内进行优化，下面的表格显示了前后引物9种可能浓度组合的结果
探针浓度应该在50－250nM范围内优化
前引物
后引物50300900
5050/50300/50900/50
30050/300300/300900/300
90050/900300/900900/900
探针的浓度应该从（50，100，250nM）与9种引物浓度相组合，也既是27种可能根据前面所述的循环参数，在Rotor-Gene上进行试验，
选择最小CT值和最高反应扩增的曲线做后续试验。
g)进一步的提示
通常所用的探针和引物浓度分别为250nM 和900nM，绝大多数反应都可以在这个浓度下进行，但为了寻找最佳的浓度，还是应该依照上述的步骤。
由于引物溶解温度预测的差异和多种探针设计程序，因此使用三种退火温度（58，60，62℃）对优化是很有用的。
引物的浓度也会影响溶解温度，高的引物浓度会让溶解温度提高2度左右。
Primer3是个非常有用的软件，但他不能避免3‘端的G，所以我们将3’端的G去除，并观察探针的退火温度是否比引物高8－10度。

f)定量数据的分析
分析定量数据主要有两种基本的方法
i)绝对定量
ii)相对定量
研究人员应该根据扩增子和试验目的来决定如何分析定量数据
h)绝对定量
绝对定量是将未知样品与标准曲线相比较进行分析，一般标准品就是一个已知绝对浓度的DNA样品，关于何种标准品用于标准曲线一直有很多讨论，理想的标准品其扩增方式应该是与待测样品一致得，然而这往往是不可能的。一些人会克隆他们得目的基因，并与未知样品比较。要注意得是，绝对定量分析的准确性是依靠标准品的准确性得。

在Rotro-Gene 上可以用几种方法来分析绝对定量数据。包括标准曲线在内的，R值，反应效率都会被呈现出来。也可以从以外的分析中调用标准曲线并让它与一个标准品相调整，（或重复相同的标准品），这个功能在确定斜率的重复性好与Y截距的基础上完成。对一个标准曲线来说，一个单独的标准品就已经足够了。我们也可以在不同的通道甚至一个通道内绘制多条标准曲线。最后提到的功能主要是为了那些想用SYBR-Green分析两个基因的使用者。
ii)相对定量
相对定量是指两个或更多的基因互相进行比较，其结果是一个比率。没有确切的数字被检测道。一种检测基因表达相对定量的方法叫“比较CT值法（⊿⊿Ct）
这种方法可以彻底不需要标准曲线，通过观察与一个动态相关对照比较的表达水平（normalizer），从而可以将模板与增加的样品间进行相对定量。要使这种方法成功，目的及参照的动态范围应该相类似。相对的一个敏感的方法就是看⊿Ct（相同的起始模板浓度，两个扩增子的两个CT值的差异）随着不同稀释度的模板有什么变化。如果两个扩增子的反应效率大致相同，则the plot of log input amount versus ⊿Ct 将是一条水平线（斜率<0.01）。这以为着在初始模板浓度范围内，两个扩增子有相同的反应效率。如果检测发现效率不一致，则应该用标准曲线来对基因表达进行定量，或优化反应使得获得一个类似的效率。动态范围应该有下面两点决定（1）目的基因使用最小和最大的浓度其结果都是准确的（2）两个基因的最小和最大的定量比值都是准确的）

一般Taqman定量PCR实验过程为：目的基因查找比对→探针与引物设计→探针与引物合成→配置反应体系→反应参数→重复实验，优化条件→获得曲线数据，比对标准曲线→再重复验证。第一步：在第一步目的基因查找比对过程中可以利用NCBIgenbank序列以及DNAstar等软件完成目的DNA或者RNA的查找与比对——这在分析测序报告的时候相信很多人操作过，这一步需要注意的就是要保证所分析的序列在一个contig（重叠群，即染色体的一些区域中毗邻DNA片段重叠的情况）内。第二步：如果其它条件一致，那么这个第二步——引物探针的设计就可以说是定量PCR成败的关键了，通过各方面经验的总结有以下几个基本的原则：总体原则*先选择好探针，然后设计引物使其尽可能的靠近探针。*所选序列应该高度特异，尽量选择具有最小二级结构的扩增片段——这是因为二级结构会影响反应效率，而且还会阻碍酶的扩增。建议先进行二级结构检测，如果不能避免二级结构，那么就要相应提高退火温度。*扩增长度应不超过400bp，理想的最好能在100-150bp内，扩增片段越短，有效的扩增反应就越容易获得。较短的扩增片段也容易保证分析的一致性。*保持GC含量在20％和80％之间，GC富含区容易产生非特异反应，从而会导致扩增效率的降低，以及出现在荧光染料分析中非特异信号。*为了保证效率和重复性，应避免重复的核苷酸序列，尤其是G（不能有4个连续的G）*将引物和探针互相进行配对检测，以避免二聚体和发卡结构的形成。引物设计原则*序列选取应在基因的保守区段*避免引物自身或与引物之间形成4个或4个以上连续配对，避免引物自身形成环状发卡结构*典型的引物18到24个核苷长。引物需要足够长，保证序列独特性，并降低序列存在于非目的序列位点的可能性。但是长度大于24核苷的引物并不意味着更高的特异性。较长的序列可能会与错误配对序列杂交，降低了特异性，而且比短序列杂交慢，从而降低了产量。*Tm值在55－65℃（因为60℃核酸外切酶活性最高），GC含量在40%－60%*引物之间的TM相差避免超过2℃*引物的3’端避免使用碱基A，引物的3’端避免出现3个或3个以上连续相同的碱基*为避免的扩增，引物设计最好能跨两个外显子。*Taqman探针技术要求片段长度在50bp－150bp*引物末端（最后5个核苷酸）不能有超过2个的G和C。探针设计原则*探针位置尽可能地靠近上游引物*探针长度应在15-45bp（最好是20-30bp)，以保证结合特异性*检测探针的DNA折叠和二级结构*Tm值在65-70℃，通常比引物TM值高5-10℃（至少要5℃），GC含量在40%－70%*探针的5’端应避免使用G鸟嘌呤——因为5'G会有淬灭作用，而且即使是被切割下来还会存在淬灭作用。*整条探针中，碱基C的含量要明显高于G的含量——G含量高会降低反应效率，这时就应选择配对的另一条链作为探针。*为确保引物探针的特异性，最好将设计好的序列在blast中核实一次，如果发现有非特异性互补区，建议重新设计引物探针。TaqmanMGB探针设计*探针的5’端避免出现G，即使探针水解为单个碱基，与报告基团相相连的G碱基仍可淬灭基团的荧光信号。*Tm值应为65-67℃。*尽量缩短TaqmanMGB探针，但探针长度不少于13bp。*尽量避免出现重复的碱基，尤其是G碱基，应避免出现4个或4个以上的G重复出现。*原则上MGB探针只要有一个碱基突变，MGB探针就会检测到(MGB探针将不会与目的片段杂交，不产生荧光信号)。因此，在进行SNP检测时，为了检测到突变子，即TaqmanMGB不与目的片段杂交，不产生荧光信号，探针目的片段产生荧光信号检测将探针的突变位点尽量放在中间1/3的地方。注意：为了满足上述要求的4个条件，探针的突变位点可向3’端移动，但突变位点至少在离3’端2个碱基的前方(即必须确保探针的后两个碱基是绝对的保守)，以进行SNP检测。反过来，若要进行同类检测，找的是保守片段区，探针中不应有突变位点。若探针即便是只有13个bp，探针仍不完全保守。有几个突变，突变位点也应靠近探针的5’端，这样，即便是突变，探针也可与目的片段杂交，产生荧光信号。另一种方法是设计简并探针，也可达到即使是突变，仍可检测到突变。第三步：寻找一家信赖的公司合成引物和探针，一般引物合成大家比较熟悉，而且价格也比较便宜（特别是这两年便宜了许多），而探针则相对来说贵了许多，一般Taqman探针合成在1000到5000元不等（不同的合成要求价钱不同）——而这只是标记价钱，序列合成基本上和引物合成价钱相似。第四、五、六步：一般的定量PCR反应体系与普通PCR其实也差不了多少，只是要加入Taqman探针，另外不同就是分步法的不同。其中需要注意的是：*扩增酶最好选用热启动酶*引物和探针的浓度需要进行优化，有人建议从50nM开始，在50nM—900nM之间优化，一般为200nM（注意探针需要避光保存。*同样Mg和酶量也需要进行优化，酶的推荐反应浓度是1.25-1.5U（50ul）*DNA模板的添加量通常在100ng以下，因不同种类的DNA模板中含有的靶基因的拷贝数不同，必要时可进行梯度稀释，确定最佳的DNA模板添加量。如果欲进行2StepRT-PCR反应的第二步PCR扩增反应，第一步的RT反应液作为DNA模板时的添加量不要超过PCR反应液总体积的10%。另外循环参数虽然在引物和探针设计完之后也就确定了，但是有时也需要进行优化。第七步：在进行数据分析的时候，通常用不同浓度的标准样品的Ct值来产生标准曲线，然后计算相对方程式。方程式的斜度可以用来检查PCR的效率，对于100%PCR效率来说，一个理想的斜率是3.32。最佳的标准曲线是建立在PCR的扩增效率为90%-100%(100%意味着在每个循环之后，模板的总数将增加为前一次的2倍)的基础上。所有标准曲线的线性回归分析需要存在一个高相关系数(R2≥0.99)，这样才能认为实验的过程和数据是可信的。使用这个方程式我们可以计算出未知样本的初始模板量。大多数定量PCR仪都有这样一个软件，它可以从标准曲线中自动地计算出未知样本的初始模板量。这其中有两种基本的方法：绝对定量和相对定量，研究人员需要根据自己的实验目的来选择。绝对定量是指将未知样品与标准曲线相比较进行分析，一般标准品就是一个已知绝对浓度的DNA样品，要注意得是绝对定量分析的准确性是相对标准品的准确性而言的。相对定量是指两个或更多的基因互相进行比较，其结果是一个比率，没有确切的数字被检测道。另外由于不同的样品在反应过程中存在着一定的差异，因此除了要制作标准曲线来进行定量外，还需要设计表达水平相对较为稳定的内参基因来对结果进行标准化。β-actin和三磷酸甘油醛脱氢酶(Glyceraldehyde-3-phosphatedehydrogenase，GAPDH)是两种较常用的管家基因，另外还有cyclophilin，18srRNA，phosphoglyserokinase，beta-microglobulin，beta-glucronidase，hypoxanthineribosyltransferase，transferringreceptor等。要注意这些基因可以被反应条件所影响，在设计定量表达研究时，保证初始对照基因的质量是必要的一步，而且严谨的研究人员会通过对一系列内参基因定量结果取几何平均数来对定量数据进行标准化。还有一个问题就是如何判断所得到数据的好坏，关于扩增曲线，经验总结认为：“1.总体看曲线拐点清楚，指数期明显，扩增曲线整体平行性极好，基线平无上扬现象，低浓度样本扩增曲线指数期明显。2.曲线指数期斜率，反应了扩增效率，越大说明扩增效率越高。扩增效率越高，试剂灵敏度表现会越好。3.基线，图上的基线也就是阴性样本的扩增曲线，平直或略微下降是好试剂的表现，阴阳性清楚，不易误判。如果有上扬趋势，有可能造成阴性标本误判。4.曲线与曲线间平行性非常好，说明各反应管扩增效率相近，外标准定量建立在每管扩增效率一样的假定基础上，所以扩增效率越相近，定量的重复性和准确性就越好。而扩增效率相近与否，反应在扩增曲线图上就是曲线的平行性。5.低浓度曲线指数期明显，一方面不易出现假阴阳性误判，另一方面说明灵敏度高。

如果你做的事荧光定量PCR，其引物和一般引物在构成上是没有什么区别的，只是要更加注意引物二聚体、PCR产物大小等问题。染料法不需要其他东西，探针法还需要taqman探针，这个探针的设计是比较有讲究的，并且上面有荧光集团和猝灭基团。具体设计，一般使用相关软件进行。

1）PCR 引物设计 首先，将目标 DNA 片段装入 Channel,并激活 Channel。点击主菜单栏中的 Primer 主菜 单，出现下 拉菜单，如下所示： 点击 Design PCR Primers for DNA 命令，出现下列对话框： 参数说明如下： Primer locations on target 引物...

核心探针发射器和延伸探针发射器的区别是什么？

求各位老师指导一下做荧光定量PCR的引物和探针序列怎么设计，做探针的公司哪家性价比比较高，具体是怎么收费的，价格大约多少，谢谢！！!

我最近要做荧光定量PCR,不知道哪家公司设计引物,探针及PCR所用试剂比较好,谢谢各位提供帮助!

肯定是tagman探针做出来的结果好，但是贵啊。
引物设计略有不一样，但都可用Primer5设计。

senseprimer5`TGGGCAGCAACAGCATCT3`Tm57.6℃GC%55.6%
anti-senseprimer5`CAAGGACCTCAAAGTCACAGC3`Tm52.4℃GC%52.4%
probe5`CTTCCGAGACACGCACATCA3`Tm59.9℃GC%55.0%,
是以mRNA序列为目的基因,欲做RT-PCR
这是我第一次合成引物和探针,因此格外小心,还请各位高手帮助看一下.谢谢!