
Description:
IMPACTCitationspTXB1isanE.coliexpressionvectorintheIMPACT™Kit(NEB#E6901)(1,2).Itisdesignedforthein-frameinsertionofatargetgeneintothepolylinkerupstreamoftheMxeintein/chitinbindingdomain(27kDa)(2,3,4,5).Thefusionproteinisboundtochitinbeadsandthethiol-inducedcleavageactivityoftheinteinreleasesthetargetprotein.pTXBvectorsarerecommendedforuseinintein-mediatedproteinligationandC-terminallabeling(2).Thisdoublestrandedvectoris6,706basepairsinlength.

DNASUandAddgenearecentralrepositoriesforplasmidclonesandcollectionsthatmayalsobehelpful.
ebiomall.com






>
>
>
>
>
>
>
>
>
>
>
>
①在荧光显微镜下,用波长约490 nm的紫外线激发后,即可观察到绿色荧光,直接、简捷、便于检测;
②无需任何的作用底物或共作用物,检测的灵敏度不受反应效率的影响,保证了极高的检出率;
③蛋白本身性质稳定;
④可在多种异源生物中表达且无细胞毒性;
⑤其基因片段长度较小(约717 bp),易于构建融合蛋白,且融合蛋白仍能保持荧光激发活性,为研究其他基因表达产物的分布提供了方便。
pEGFP是一种优化的突变型GFP,使其产生的荧光较普通GFP强35倍,大大增强了其报告基因的敏感度。pEGFP与其他蛋白的融合表达已有很多成功的例子,而且其N及C端均可融合,并不影响其发光。
pEGFP-N1载体上携带有EGFP蛋白表达基因,如上图质粒图谱所示。
pEGFP-N1载体具有以下几方面特点:
①从结构上看,该质粒具有很强的复制能力,可以满足随宿主细胞分裂时跟随胞质遗传给新生的子细胞,这是保证目的基因稳定表达的因素之一;
②含有高效的功能强大的启动子SV40和PCMV,可以使目的基因在增殖的细胞中稳定表达;
③具有多克隆位点,便于目的基因的插入;
④该载体具有neo基因,可以采用G418来筛选已成功转染了该载体的靶细胞。
这些特殊的结构可以实现目的基因在靶细胞内的稳定表达。向左转|向右转
完整的表达载体必须包括:
1、复制子,在细菌中扩增时所必须.
2、启动子,目的基因在细菌或细胞中转录所必须,转录了才能翻译,是谓“表达”.
3、原核筛选标记,细菌增菌所必须.
4、真核筛选标记,如果是真核表达,就是必须的.
5、多克隆位点,即酶切位点,插入目的片段的区域.
6、其他所需构件,可视实验设计情况而选用现成载体或在载体上自行添加.
另:表达的起始和终止,在目的基因上附带起始密码子和终止密码子.
(forced expression)或过表达(overexpression),以观察基因表型,反义则是用来抑制基因表达,以观察在目的基因的表达受到抑制的情况下表型的变化
请教一下,一般做启动子报告基因检测,载体用pGL3,pGL4双荧光报告基因质粒,但pGL3,pGL4都只能做瞬时转染,我的细胞(不想用293做实验)质粒转染后都会死很多,还要加上一些处理因素(比如药物,饥饿等),细胞状态更不好了。所以想找一个慢病毒骨架的报告基因质粒。
上网查了下,SBI的pGreenFire1和Genecopia的Gluc-ON是慢病毒质粒。
1.pGreenFire1可以检测Luc和GFP,但用什么做内参呢?查了下文章,有的文章检测Luc的时候同时检测一个MTS读数做内参;另外有一篇文章用qPCR的方法检测了GFP和GAPDH,用GAPDH做内参。不确定这样是不是正确呢?
2.Gluc-ON检测的是分泌型的Gluc,载体上还有分泌型的碱性磷酸酶做内参。
不知有没有哪位以前用过这两个质粒的?文章用这两个质粒的都不多,不知投稿的时候会不会被质疑?
首先需要构建dsRNA表达载体
将这种载体导入受体细胞中后
表达产生的dsRNA在DICER酶作用下形成siRNA
引起具有相同序列的mRNA发生讲解
导致细胞或个体不能合成相应的蛋白质
所以个体会表现出功能缺失表型
构建表达载体通常选用dsRNA
需要注意的一些方面是
dsRNA序列中GC的含量要小于50%
高GC含量会降低RNAi的效果
选定的dsRNA序列应通过搜索数据库确保与其他基因无同源性
以避免对其他同源性基因表达的抑制
不同区域的dsRNA具有不同的基因沉默效果
可同时构建两个以上针对同一基因不同靶区域的dsRNA表达载体
还要充分考虑siRNA的结构特征
siRNA与mRNA的同源程度对RNAi有明显影响
启动子区或者编码区与siRNA同源的基因受siRNA抑制
但siRNA在动物细胞中对mRNA的前体没有影响
所以含非编码区序列的dsRNA不会引起RNAi
而且在构建表达载体时
经常使用U6启动子等RNA聚合酶Ⅲ能够识别的启动子序列
最后将其转入到质粒中
这里说的只是一个简单的过程
总的来说构建表达载体是个比较复杂的过程
如果要知道详细的技术
建议还是去看书吧
这里是说不清的
RNA干扰主体实验的重点在于: 按照nature的标准,一个严格的RNAi介导knockdown实验要有6个对照:
⒈转染试剂对照(监控转染及培养条件对结果的影响);
⒉nonsense siRNA对照(监控外源核酸本身对结果的影响);
⒊positive siRNA对照(监控假阴性);
⒋技术重复对照(也叫off-target 对照,也就是利用至少2个靶点的siRNA同时实验,2个siRNA互为off-target control,当两者的表型相同时,才有可能是特异性的knockdown效应);
⒌rescue 对照(knockdown之后做超表达,看是否有性状的逆转,这也是为了说明knockdown的特异性);6.全表达组扫描对照(就是转录/表达芯片扫描,以最终确定表型不是由于off-target造成)。
实际实验中,全表达组扫描对照很少有文献涉及。其它几个对照中,1,2两种对照即所谓的空白细胞对照、NC对照,基本是所有杂志都要求具备的。4,5两种对照,主要是为了解决off-target效应,选做一种即可,一般建议选5,涉及的实验即所谓的“RNA干扰回复实验”, 一般应该从mRNA水平、蛋白质水平、细胞表型水平三个层次来检测干扰效率。
mRNA水平:RT-PCR、Real-time PCR;蛋白质水平:Western-blot、ELISA、免疫组化;细胞表型水平:MTT、克隆形成实验、流式细胞检测、细胞小室实验等。RNA干扰效率在动物模型上的进一步验证(体内) 动物模型实验可以采取“体内法”和“体外法”。
体内法,即先做裸鼠成瘤模型,再将质粒或病毒导入裸鼠,检测RNA干扰效果。此法操作复杂,对质粒和病毒产品的质和量要求都较高,但是比较贴近实际,说服力较显著。体外法,即先将质粒或病毒导入肿瘤细胞,再将肿瘤细胞导入动物体内,然后检测RNA干扰效果。此法操作较简单,对质粒和病毒产品的质量要求较低,所以为大多数文献所采用。建议采用此方法来进行动物模型水平的实验。向左转|向右转
第二个问题是不是构建的启动子区均要有一个TATA盒的结构在里面,不然构建的启动子如何就能驱动LUC的表达呢?
第三个问题是,如果我们在构建时长度延至ATG之后100-200BP的启动子是否会影响LUC的表达呢?
谢谢!

